Sammenligning af enkelt og gentagen dosering af anti-inflammatorisk human navlestreng mesenkymale stromaceller i en musemodel af polymikrobiel sepsis

Resumé

Mesenkymale stromaceller (MSC'er) forbedrer præklinisk sepsis og sepsis-associeret akut nyreskade (SAAKI), men kliniske forsøg med enkeltdosis-MSC'er har ikke vist robust effekt. Denne undersøgelse undersøgte de immunmodulerende virkninger af et nyt MSC-produkt (CD362-udvalgte humane navlestrengs-afledte MSC'er [hUC-MSC'er]) i museendotoksæmi og polymikrobielle sepsis-modeller. Indledningsvis modtog mus intraperitonealt (ip) lipopolysaccharid (LPS) efterfulgt af enkelte ip-doser af hUC-MSC'er eller vehikel. Derefter gennemgik mus cecal ligering og punktering (CLP) efterfulgt af intravenøse (iv) doser af hUC-MSC'er efter 4 timer eller 4 og 28 timer. Analyser omfattede serum/plasma-assays af biokemiske indekser, inflammatoriske mediatorer og AKI-biomarkøren NGAL; flerfarvet flowcytometri af peritoneale makrofager (LPS) og intra-renale immuncelle subpopulationer (CLP) og histologi/immunhistokemi af nyrer (CLP). 72 timer efter LPS-injektioner reducerede hUC-MSC'er seruminflammatoriske mediatorer og peritoneal makrofag M1/M2-forhold. Gentagne, men ikke enkelte, hUC-MSC doser administreret 48 timer efter CLP resulterede i lavere serumkoncentrationer af inflammatoriske mediatorer, lavere plasma NGAL og reversering af sepsis-associeret udtømning af intrarenale T-celler og myeloidcellesubpopulationer. Hierarkisk clustering-analyse af alle 48-h serum/plasma-analytter viste delvis co-clustering af gentagne doser af hUC-MSC CLP-dyr med en Sham-gruppe, men afslørede ikke en tydelig signatur af respons på terapi. Det blev konkluderet, at gentagne doser af CD362-udvalgte hUC-MSC'er er nødvendige for at modulere systemiske og lokale immune/inflammatoriske hændelser i polymikrobiel sepsis og SA-AKI. Inter-individuel variabilitet og manglende effekt af enkeltdosis MSC-administration i CLP-modellen er i overensstemmelse med observationer til dato fra tidlige kliniske forsøg.

Nøgleord

Akut nyreskade · Mesenkymal stromalcelle · Regenerativ medicin · Sepsis · Betændelse · Celleterapi

Klik her for at købe Cistanche-tilskuddet

Introduktion

Sepsis er karakteriseret ved livstruende organdysfunktion på grund af et dysreguleret værtsrespons på infektionen forårsaget af bakterielle, svampe, virale og parasitære patogener [1]. Hvert år påvirker sepsis næsten 50 millioner mennesker verden over, hvilket ofte fører til alvorlige systemiske konsekvenser og organskader, herunder akut nyreskade (AKI), hvilket resulterer i cirka 11 millioner dødsfald [2, 3]. Mesenkymale stromale celler (MSC) er multipotente celler med omfattende immunmodulerende egenskaber, som kan isoleres fra forskellige væv [4]. Det er nu velkendt, at MSC tilbyder en potentiel sygdomsmodulerende behandling for sepsis og sepsis-associeret AKI (SA-AKI) [5, 6]. Adskillige nyere undersøgelser med mus og rotte cecal ligering og punktur (CLP), lipopolysaccharid (LPS) eller fækal peritonitis modeller har vist, at systemisk administration af MSC har potentialet til at reducere inflammation, modvirke bakteriel infektion og forbedre reparationen af ​​skadet væv i sepsis [7-11], inklusive SA-AKI, [10, 12-15] ved at modulere balancen mellem pro-inflammatoriske og anti-inflammatoriske tilstande.

Et nyligt forsøg med raske voksne bekræftede, at forebyggende intravenøs (iv) behandling med 4 × 106 MSC/kg producerer tidlige immunmodulerende effekter på værtsresponsen på LPS [16]. Ydermere viste administration af allogen MSC til patienter med septisk shock (NCT01849237, NCT02421484 og NCT02328612) og sepsis-relateret akut respiratorisk distress syndrom (NCT01775774) god sikkerhed og tolerabilitet i fase 1-19-studier. På trods af disse opmuntrende resultater har Galstyan et al. rapporterede også, at en enkelt dosis iv MSC ikke forhindrede død fra sepsis-relateret organdysfunktion, hvilket øgede muligheden for, at yderligere doser kan være nødvendige for at opnå meningsfuld klinisk fordel [17]. Et nyligt ikke-sepsis, fase 2-forsøg (NCT01602328), hvor enkeltdoser af allogen MSC blev leveret intra-vortisk til patienter med steril AKI efter kardiopulmonal bypass-operation, viste heller ikke en gavnlig effekt på organdysfunktion og patientoverlevelse på trods af lovende prækliniske og fase 1 forsøgsresultater [20]. Hvorvidt gentagen dosering under det tidlige forløb af sepsis og andre akutte inflammatoriske syndromer kan forstærke eller forlænge de sygdomsmodulerende virkninger af MSC, er stadig relativt undersøgt på prækliniske og translationelle niveauer. Ydermere begrænser ufuldstændig viden om virkningsmekanismen, dosisrespons og optimale kliniske indekser for MSC-administration i sepsis potentialet for at designe vellykkede forsøg [5, 21, 22].

I den aktuelle undersøgelse udførte vi en præ-klinisk undersøgelse af de antiinflammatoriske virkninger af CD362-udvalgt human navlestrengs-afledt MSC (hUC-MSC) i musemodeller af sepsis. Denne overflademarkør-selekterede hUC-MSC er et nyt terapeutisk produkt, der har vist bevis for effektivitet i rottemodeller af bakteriel lungebetændelse og sepsis, når det administreres tidligt efter sygdomsdebut [23, 24]. Som et forsøgslægemiddel af klinisk kvalitet (IMP) gennemgår hUC-MSC i øjeblikket fase I/II-forsøg med patienter med moderat til svær akut respiratory distress syndrome (ARDS) på grund af COVID-19 (NCT03042143) og i flere autoimmune inflammatoriske sygdomme (POLARISE). Vi havde til formål at demonstrere det antiinflammatoriske potentiale af enkeltdoser af hUC-MSC i musemodeller af LPS- og CLP-induceret endotoxemia/polymikrobiel sepsis [25, 26] og, i sidstnævnte, at bestemme, om en anden administration af hUC-MSC under det tidlige sygdomsforløb resulterede i større eller hyppigere gavnlige effekter på systemisk inflammation og organspecifik skade, eksemplificeret ved SA-AKI.

Cistanche tubulosa

Materialer & Metoder

1. Celler

Anti-CD362 plus-selekteret hUC-MSC blev dyrket fra etisk fremskaffet humant navlestrengsvæv opnået fra Tissue Solutions Ltd. (Glasgow, UK). Primær isolerings- og ekspansionskulturer af CD362 plus hUC-MSC blev udført som tidligere beskrevet [19, 23, 27]. Kryokonserverede hætteglas (1 x 107 i 1 ml) af anti-CD362 plus-selekteret hUC-MSC blev optøet og overført til 9 ml fosfatbufret saltvand (PBS). Efter levende/død analyse enten via trypanblåt farvestof eller automatiseret celletæller (NucleoCounter® NC-200™, Chemometec A/S, Danmark), blev det nødvendige antal celler pelleteret via centrifugering ved 400×g i 5 min. cellerne blev resuspenderet i 100 µl sterilt saltvand til intraperitoneal (ip) eller iv injektion.

2. Dyreprocedurer

Alle dyreforsøg blev udført under en licens (nr. 255/17) fra Animal Experiment Ethical Committee, University of Barcelona, ​​og under autorisation (AE19125/P082 og AE19125/P066) fra Health Products Regulatory Authority, Irland, og godkendt af NUI Galway Animal Care Research Ethics Committee. Alle procedurer blev udført i licenserede dyrefaciliteter på NUI Galway og University of Barcelona.

Til LPS-modellen for endotoksæmi blev der brugt 10-12 uge gamle C57BL/6 hanmus fra Charles River Ltd., Kent, UK. Mus blev injiceret ip med 5 ug/g LPS (LPS 0111:B4, katalognr. L2630, Sigma Aldrich, UK) i 100 µl sterilt saltvand. Musene blev anbragt i grupper af 3-5 mus/bur under undersøgelsen i individuelt ventilerede bure. Enkelte ip-injektioner af 2,5 x 105 hUC-MSC eller lige store volumener vehikel (sterilt saltvand) blev administreret 4 timer efter LPS-injektioner. Dyrene blev overvåget hver 4. time indtil afslutningen af ​​undersøgelsen under anvendelse af et nødscoreark og støtteforanstaltninger i henhold til en forudbestemt protokol. Human eutanasi blev udført ved det definerede eksperimentelle endepunkt eller tidligere, hvis dyrene overskred den foruddefinerede sværhedsgradsscoretærskel. På tidspunktet for eutanasi blev peritoneale ekssudater opsamlet til flowcytometrianalyse ved omhyggeligt at fiske 5 ml steril PBS ind i og ud af bughulen.

Cecal ligering og punktur (CLP) blev udført på {{0}} uge gamle, C57BL/6 hanmus (Charles River Ltd., UK). Musene modtog buprenorphin {{1{{20}}}},1 mg/kg (Richter Pharma AG, Østrig) subkutant 25-30 min før proceduren og blev bedøvet med 1.{{8 }} procent isofluran (med O2-flow på 0,5 L/min) ved NUI Galway eller med Anesketin (100 mg/mL; Dechra Veterinary Products SLU, Spanien) og Rampun (20 mg/mL; Bayer, Tyskland) ved University of Barcelona. Den nederste halvdel af maven blev barberet og renset med 4 procent klorhexidin eller povidon-jod og skåret 1 cm lodret langs midterlinjen. Blindtarmen blev eksternaliseret, og de distale 50 procent blev ligeret under anvendelse af 4.0- 6.0 M suturer. Cecal-materiale blev frigivet ved "gennem og gennem" punktering med en 21-gauge-nål, og en dråbe fækalt materiale blev eksuderet, før blindtarmen genindsattes i bughulen og suturerede muskler og hud lukket. Sham-opererede mus gennemgik en identisk procedure, herunder åbning af bughinden og blotlæggelse af tarmen, men uden ligering og perforering af blindtarmen. Mus modtog 0,5 ml gelofusin (Braun Melsungen AG, Tyskland) ved ip-instillation før sårlukning. Postoperativ støtte bestod af buprenorphin fortyndet givet subkutant (sc) hver 8-12 time indtil de forudbestemte slutpunkter (48 eller 72 timer for individuelle eksperimenter). Administration af 1 x 106 hUC-MSC eller tilsvarende volumener vehikel (sterilt saltvand) blev udført iv via halevenen 4 timer eller 4 og 28 timer efter CLP. Hyppig overvågning og support blev udført i henhold til en etisk godkendt protokol. Human dødshjælp blev udført ved det definerede eksperimentelle slutpunkt eller tidligere, hvis dyrene overskred en foruddefineret tærskelværdi for sværhedsgrad.

Celledoserne for de to dyremodeller, der blev anvendt til undersøgelsen, blev udvalgt baseret på tidligere rapporter om humane MSC anti-inflammatoriske virkninger i lignende modeller [9, 13, 14, 28, 29]. Gruppestørrelserne for LPS-studiet blev udvalgt empirisk baseret på relevante tidligere rapporter for denne model [30, 31]. Gruppestørrelserne for CLP-studiet blev bestemt for et primært resultat af plasma NGAL 24 timer efter operationen. Ved hjælp af data fra et piloteksperiment blev en prøvestørrelse på 9 dyr pr. gruppe beregnet til at give 90 procent kraft under antagelse af et 5 procents signifikansniveau og en tosidet test (http://www.3rs-reduction.co.uk/html /6__power_og_sample_size.html). En forventet nedslidningsrate på 10 procent blev anvendt til at vælge den endelige gruppestørrelse på n=10.

Cistanche ekstrakt

3. Blodprøvetagning og vævsudtagning

Venøse blodprøver til et maksimalt volumen på 20 μL blev udtaget med mellemrum fra hale- og ansigtsvener ved en aseptisk teknik ved hjælp af 25-21 gauge nåle og blev opsamlet i heparin (VWR International, Dublin, Irland)-holdige rør. En terminal blodprøve blev udtaget ved hjertepunktur på tidspunktet for eutanasi. Serum blev opsamlet i mikrorør med serumgel og koagulationsaktivator (Sarstedt, Wexford, Irland). Plasma- og serumprøver blev fremstillet ved centrifugering ved 10,000×g i 10 min. Serumprøver blev opbevaret ved -80 grader og efterfølgende analyseret for biokemiske parametre af NationWide Laboratories (Lancashire, UK). Milten, lungerne, nyrerne og leveren blev dissekeret umiddelbart efter eutanasi.

4. Immunoassays

Koncentrationen af ​​plasmaneutrofil gelatinase-associeret lipocalin (NGAL) blev kvantificeret med musen Lipocalin-2/NGAL Duo-Set ELISA-udviklingskit (R&D Systems, Minneapolis, MI, USA) i henhold til producentens foreslåede protokol (detaljer i Supplerende metoder ). Til multipleks kvantificering af cytokiner og kemokiner i serum blev Bio-Plex Pro muse cytokin standard 23-plex assay (Bio-Rad, Accuscience) anvendt i henhold til producentens instruktioner. Prøver blev analyseret på et Bioplex 200 multiplex ELISA-system (BioRad, Accuscience).

5. Semi-kvantitativ scoring af nyrevævssnit

Farvede sektioner af nyren blev analyseret på en blændet måde ved lysmikroskopi ved 40X forstørrelse under anvendelse af et Olympus BX43 lysfeltmikroskop (Olympus, Center Valley, PA) og med IS TCapture-software (Tucsen Photonics Co., Fujian, Kina). For hver nyre blev tyve ikke-overlappende felter af en farvet sektion fanget, og det positivt farvede område blev bedømt af en blindet observatør for (A) tubulær dilatation, gips- og nekrose (PAS) og (B) NGAL-ekspression [32] Scoring blev udført på en 0-4 semi-kvantitativ scoringsskala (detaljer i Supplerende metoder). Gennemsnitsscore blev beregnet for hver nyre, og endelige resultater blev udtrykt som gruppemiddelværdier ± SD.

Cistanche pulver

Diskussion

Sepsis og dens hyppige komplikation SA-AKI er store folkesundhedsudfordringer på grund af den fortsatte mangel på effektive behandlinger og skuffende resultater fra de sene kliniske forsøg [2, 3]. Adskillige nyere prækliniske undersøgelser har rapporteret resultater, der indikerer, at MSC fra forskellige kilder og deres produkter har positive effekter på sygdommens sværhedsgrad og overlevelse i modeller af sepsis og AKI [7, 8, 11-15]. Ikke desto mindre forbliver de kliniske fordele ved MSC ved sepsis og SA-AKI ubeviste med kun begrænsede data tilgængelige fra humane patienter [5]. Til dato har kliniske forsøg dokumenteret, at enkeltdosis iv MSC-infusion i forbindelse med LPS-administration, sepsis og ARDS er sikker og gennemførlig [16-19], men ikke åbenlyst reducerer døden som følge af sepsis-relateret organsvigt [17] . I denne undersøgelse sammenlignede vi virkningerne af enkelt- og dobbeltdosis iv administration af et karakteristisk humant MSC-terapeutisk produkt (CD362- udvalgt hUC-MSC) i muse-CLP-modellen af ​​polymikrobiel sepsis. I overensstemmelse med nyligt rapporterede resultater for det samme MSC-produkt i rottemodeller af bakteriel lungebetændelse og sepsis [23, 24], bekræftede vi potentialet for tidlig administration af hUC-MSC til at modulere LPS-induceret systemisk inflammation hos mus. I en muse-CLP-model af polymikrobiel sepsis indikerede vores resultater imidlertid, at enkeltdoser af hUC-MSC administreret iv 4 timer efter induktion af fækal peritonitis ikke udøvede nogen klar gavnlig effekt på systemisk inflammation eller organspecifik (nyre)vævsskade. I modsætning hertil resulterede administration af en anden iv-dosis af hUC-MSC 24 timer senere i flere signaler om forbedret inflammation og nyreskade 48 timer efter starten af ​​sepsis. På trods af dette blev der ikke påvist en overlevelsesfordel for dobbeltdosisregimet. Vores resultater fremhæver vigtigheden af ​​at udføre in vivo undersøgelser af MSC terapeutiske produkter i flere modeller og rapportere både positive og negative prækliniske resultater for bedre at informere klinisk oversættelse og forsøgsdesign. Tilsammen giver vores resultater også bevis for, at den begrænsede eller manglende fordel ved tidlige enkeltdosis-regimer af antiinflammatoriske MSC-produkter i sepsisforsøg i det mindste delvist kan overvindes ved gentagen dosering.

I muse-LPS-modellen modulerede en enkelt, tidlig dosis af hUCMSC systemiske niveauer af både medfødte og adaptive inflammatoriske mediatorer i mindst 72 timer, dog uden en åbenlys effekt på sværhedsgrad og overlevelse. Fænotypisk analyse af peritoneale makrofager gav bevis for, at hUC-MSC-administration var forbundet med en forudsagt lokal immunmodulerende effekt - skævvridning af makrofager mod M2-polarisering, som er blevet forbundet med opløsningen af ​​inflammatorisk skade og fremme af vævsreparation [29, 35] og er sandsynligvis medieret af MSC krydstale med residente myeloidceller [36]. Faktisk har nyere undersøgelser rapporteret, at terapeutisk immunmodulering af MSC i forbindelse med sepsis kan være afhængig af deres fagocytose af myeloide celler (mononukleære fagocytter), som derefter gennemgår alternativ aktivering, hvilket resulterer i produktionen af ​​IL-10 og andre parakrine anti- inflammatoriske mediatorer [7, 27, 37]. Selvom det ville have været af interesse at bestemme, om fordelene ved en sådan immunmodulering forstærkes af gentagne doser af hUC-MSC'er efter LPS-administration, begrundede vi, at en eksperimentel model, som bedre afspejlede udviklende sepsis, ville have mere klinisk relevans. Efter at have bekræftet hUC-MSC biologisk aktivitet i mus ved anvendelse af LPS-administration blev muse-CLP-modellen således brugt til karakterisering af antiinflammatoriske virkninger relateret til gentagen dosering og kvantificering af nyrespecifikke effekter af hUC-MSC i forbindelse med polymikrobiel sepsis og SA-AKI. I vores hænder var denne model forbundet med moderat svær sepsis (ca. 70 procent, 50 procent og 40 procent overlevelse efter henholdsvis 48, 96 og 168 timer hos ubehandlede dyr) uden åbenlyst lever- og nyresvigt. Vores observationer for modellen, herunder dødelighedsrater og tendenser i serumleverparametre og albumin, er i overensstemmelse med den meget omfattende profilering af muse-CLP rapporteret af Li et al. [38], som også dokumenterer nedsat kropstemperatur, blodtryk og hjertefrekvens i løbet af de første 48 timer efter CLP. Interessant nok, mens Li et al. dokumenteret øget serumkreatinin og blodurinstofnitrogen 8 og 16 timer efter CLP, viser deres resultater, at disse nyrefunktionelle biomarkører var faldet til normale (eller under normale) niveauer med 48 timer – måske hvilket afspejler udviklende virkninger af ændret stofskifte/muskelmasse på disse biomarkører efterhånden som modellen skrider frem [38]. I overensstemmelse hermed indikerede analyse af serum/plasma og nyrevæv efter 48 timer signifikant systemisk inflammation og nyreskaderespons uden åbenlyse tegn på iskæmisk skade/nekrose. Disse sidstnævnte analyser gav den klareste evidens for en modulerende effekt af dobbeltdosis hUCMSC-regimet på sværhedsgraden af ​​polymikrobiel sepsis sammenlignet med enkeltdosisadministration, som i modsætning til resultater for nylig rapporteret i en rotte-CLP-model [24] ikke kunne skelnes fra den saltvandsbehandlede CLP-gruppe på tværs af alle undersøgte indekser. Især den klinisk relevante AKI-biomarkør, NGAL, viste sig at være en værdifuld diskriminator af sepsis sværhedsgrad og behandlingseffekt i denne model og kan være en vigtig biomarkør for fremtidige kliniske forsøg med celleterapier i sepsis og SA-AKI [33, 39 ].

Vores resultater for effekten af ​​iv MSC på overlevelse i små dyremodeller af sepsis er i modsætning til nogle andre rapporter [28, 40], men er især i overensstemmelse med observerede effekter af allogene MSC'er i humane kliniske forsøg [5, 16- 18, 41]. I denne henseende vil vi fremhæve den potentielle rolle af publikationsbias – specifikt selektiv offentliggørelse af resultater, der afspejler positive effekter – som en vigtig drivkraft for urealistiske forventninger til effektiviteten af ​​enkeltdosis MSC-regimer og andre avancerede terapier i de tidligste stadier af klinisk oversættelse [42]. Faktisk påviste Sun et al., i en nylig metaanalyse af 29 dyreforsøg af effektiviteten af ​​MSC-terapier i sepsis, betydelig publikationsbias og mangel på klarhed med hensyn til optimal celledosis blandt disse prækliniske rapporter [43]. Ikke desto mindre rapporterer vi også markante positive resultater, der kan hjælpe med at fremme translationelle mål for UC-MSC'er i sepsis eller andre systemiske og organspecifikke inflammatoriske sygdomme, såsom AKI, lever- eller luftvejssygdomme. I begge modeller indikerer disse molekylære ændringer komplekse interaktioner af hUC-MSC med Th1- og Th2-immunresponset. Sådanne effekter på T-effektorcelleaktivering og T-hjælperfænotypebalance kan spille en nøglerolle i moduleringen af ​​den akutte fase af sepsis, da vilkårlig, dysreguleret aktivering af immuneffektorer, hvilket resulterer i høje niveauer af cirkulerende cytokiner, bidrager til multiorgansvigt [44] og i tilfælde af T-celler kan det efterfølges af udbredt apoptose og efterfølgende immundefekter [45]. Det er også blevet vist, at MSC-administration kan reducere lokaliseret vævsinflammation ved at regulere cytokin-homeostase og mindske trafikken af ​​immunceller til organer [44]. I overensstemmelse med dette afslørede vores kvantitative analyse af en række intrarenale immuncellepopulationer 48 timer efter CLP-induceret sepsis sepsis-inducerede mangler, der påvirker både medfødte og adaptive effektorer, herunder tab af dobbeltnegative T-celler, som for nylig er blevet rapporteret. at være tidlige respondere på AKI [46]. Navnlig for dobbelt- men ikke enkeltdosis hUC-MSC-behandlede dyr var der tegn på reversion af intrarenal immuncelledepletering. Da lignende tendenser også blev observeret i lunger og milt, indikerer vores resultater potentialet for gentagen iv-dosering af MSC for bredt at forbedre immuncelleudtømning fra ikke-lymfoide og lymfoide organer - en facet af sepsis, der er blevet forbundet med efterfølgende dødelighed pga. sekundær infektion [47, 48]. Baseret på den yderligere observation af øget celledød blandt intrarenale CD45 plus-celler i ubehandlede CLP-dyr, er det sandsynligt, at dette afspejler de direkte eller indirekte virkninger af hUC-MSC for at reducere mitokondriel dysfunktion og pro-apoptotisk signalering [49-51]. Ikke desto mindre vil der være behov for mere fokuserede eksperimenter for fuldt ud at belyse de mekanismer, hvorved systemisk MSC-administration bevarer myeloid- og/eller lymfoidcelleantal i sepsis og for at bestemme, om de kan udnyttes terapeutisk.

Cistanche kapsler

I betragtning af den iboende variabilitet, vi og andre observerer med individuelle resultater for muse-CLP-modellen, antog vi, at hierarkisk klyngeanalyse af kvantitative udlæsninger for en række cirkulerende inflammationsrelaterede mediatorer ved 48 timer ville hjælpe til bedre at definere en karakteristisk "respondersignatur" blandt MSC-behandlede dyr. Selvom 60 procent af dobbeltdosisgruppen klyngede sig i et mønster, der adskilte dem fra størstedelen af ​​enkeltdosis- og ubehandlede grupper og var tættere på den falske gruppe, kunne der ikke identificeres nogen meget klar multianalytprofil af sygdomsmodulation. En principal komponent analyse (PCA) tilgang gav en lignende konklusion (data ikke vist). Det skal erkendes, at data fra dyr, der ikke overlevede til 48 timer, ikke kunne indhentes, og det er muligt, at analyser på et eller flere tidligere tidspunkter kunne give en mere karakteristisk responder/non-responder-adskillelse. Ikke desto mindre fremhæver denne analyse kompleksiteten af ​​inter-individuel variation, der er iboende for dyremodeller af sepsis og celleterapier, selv med nøje opmærksomhed på principperne for godt eksperimentelt design [52, 53], og som afspejler lignende udfordringer, der står over for i den kliniske anvendelse af nye terapier til sepsis [18, 20, 41, 54, 55].

Nogle begrænsninger af undersøgelsen bør anerkendes. For det første har vi fokuseret på at undersøge in vivo-effekterne af CD362-udvalgt hUC-MSC, da dette celleprodukt gennemgår kliniske forsøg for andre inflammationsdrevne sygdomme, herunder COVID-19-associeret ARDS. Dette studiedesign udelukkede opnåelse af yderligere indsigt i de sammenlignende virkninger, i sepsis og SA-AKI, af celleproduktet, der blev testet med dem fra u-selekteret hUC-MSC eller med MSC afledt af knoglemarv eller andet væv. For det andet, da de anvendte celledoser blev valgt baseret på tidligere undersøgelser af humane MSC anti-inflammatoriske virkninger i mus, er det ikke muligt at bestemme, om flere administrationer af højere eller lavere celleantal giver større fordel. Endelig, da gruppestørrelserne for CLP-modeleksperimenterne blev drevet til at adressere hUC-MSC-effekter på en systemisk inflammatorisk biomarkør af sepsis/SA-AKI-sværhedsgrad, er det muligt, at større gruppestørrelser ville have mere klart defineret virkningerne af gentagne doser på overlevelse. Selvom disse spørgsmål yderligere understreger behovet for sekventielle prækliniske eksperimenter, der overholder de nøgleparametre, der kræves for optimalt design af kliniske forsøg, understøtter de resultater, vi præsenterer her, et fortsat fokus på multidosis-regimer af antiinflammatorisk MSC i sepsis og SA-AKI.

Referencer

1. Singer, M., Deutschman, CS, Seymour, CW, Shankar-Hari, M., Annane, D., Bauer, M., Bellomo, R., Bernard, GR, Chiche, JD, Coopersmith, CM, Hotchkiss , RS, Levy, MM, Marshall, JC, Martin, GS, Opal, SM, Rubenfeld, GD, van der Poll, T., Vincent, JL, & Angus, DC (2016). Den tredje internationale konsensusdefinition for sepsis og septisk shock (sepsis-3). Journal of the American Medical Association, 315(8), 801–810. https://doi.org/10.1001/jama.2016.0287

2. Hoste, EA, Bagshaw, SM, Bellomo, R., Cely, CM, Colman, R., Cruz, DN, Edipidis, K., Forni, LG, Gomersall, CD, Govil, D., Honore, PM, Joannes-Boyau, O., Joannidis, M., Korhonen, AM, Lavrentieva, A., Mehta, RL, Palevsky, P., Roessler, E., Ronco, C., et al. (2015). Epidemiologi af akut nyreskade hos kritisk syge patienter: Det multinationale AKI-EPI-studie. Intensive Care Medicine, 41(8), 1411–1423. https://doi.org/ 10.1007/s00134-015-3934-7

3. Rudd, KE, Johnson, SC, Agesa, KM, Shackelford, KA, Tsoi, D., Kievlan, DR, Colombara, DV, Ikuta, KS, Kissoon, N., Finfer, S., Fleischmann-Struzek, C. ., Machado, FR, Reinhart, KK, Rowan, K., Seymour, CW, Watson, RS, West, TE, Marinho, F., Hay, SI, et al. (2020). Global, regional og national sepsis-hyppighed og -dødelighed, 1990-2017: Analyse for undersøgelse af den globale byrde af sygdom. Lancet, 395(10219), 200-211. https://doi. org/10.1016/S0140-6736(19)32989-7

4. Arutyunyan, I., Elchaninov, A., Makarov, A., & Fatkhudinov, T. (2016). Navlestreng som en potentiel kilde til mesenkymal stamcelle-baseret terapi. Stem Cells International, 2016, 6901286. https://doi.org/10.1155/2016/6901286

5. Fazekas, B., & Grifn, MD (2020). Mesenkymale stromale celle-baserede terapier til akut nyreskade: fremskridt i det sidste årti. Kidney International, 97(6), 1130-1140. https://doi.org/10. 1016/j.kint.2019.12.019

6. Hickson, LJ, Herrmann, SM, McNicholas, BA, & Grifn, MD (2021). Fremskridt hen imod den kliniske anvendelse af mesenkymale stromaceller og andre sygdomsmodulerende regenerative terapier: Eksempler fra nefrologiområdet. Nyre360, 2(3), 542-557. https://doi.org/10.34067/kid.0005692020

7. Weiss, ARR, Lee, O., Eggenhofer, E., Geissler, E., Korevaar, SS, Soeder, Y., Schlitt, HJ, Geissler, EK, Hoogduijn, MJ, & Dahlke, MH (2020). Differentielle virkninger af varmeinaktiveret, sekretom-deficient msc og metabolisk aktiv msc i sepsis og allogen hjertetransplantation. Stamceller, 38(6), 797-807. https://doi.org/10.1002/stem.3165

8. Jerkic, M., Gagnon, S., Rabani, R., Ward-Able, T., Masterson, C., Otulakowski, G., Curley, GF, Marshall, J., Kavanagh, BP, & Lafey, JG (2020). Humane navlestrengsmesenkymale stromaceller dæmper systemisk sepsis delvist ved at øge peritoneal makrofagbakteriedrab via hæmoxygenase-1-induktion hos rotter. Anesthesiology, 132(1), 140–154. https://doi.org/10.1097/ ALN.0000000000003018

9. Wu, KH, Wu, HP, Chao, WR, Lo, WY, Tseng, PC, Lee, CJ, Peng, CT, Lee, MS, & Chao, YH (2016). Tidsserieekspression af toll-lignende receptor 4-signalering i septiske mus behandlet med mesenkymale stamceller. Shock, 45(6), 634-640. https://doi. org/10.1097/SHK.00000000000000546

10. Chang, CL, Leu, S., Sung, HC, Zhen, YY, Cho, CL, Chen, A., Tsai, TH, Chung, SY, Chai, HT, Sun, CK, Yen, CH og Yip , HK (2012). Indvirkning af apoptotiske fedtafledte mesenkymale stamceller på svækkelse af organskader og reduktion af dødelighed i rotte-sepsis-syndrom induceret af cecal punktering og ligering. Journal of Translational Medicine, 10, 244. https://doi. org/10.1186/1479-5876-10-244

11. Hall, SR, Tsoyi, K., Ith, B., Padera Jr., RF, Lederer, JA, Wang, Z., Liu, X., & Perrella, MA (2013). Mesenkymale stromaceller forbedrer overlevelse under sepsis i fravær af hæmoxygenase-1: Betydningen af ​​neutrofiler. Stamceller, 31(2), 397-407. https://doi.org/10.1002/stem.1270

12. Zhang, G., Zou, X., Huang, Y., Wang, F., Miao, S., Liu, G., Chen, M., & Zhu, Y. (2016). Mesenkymale stromale celle-afledte ekstracellulære vesikler beskytter mod akut nyreskade gennem antioxidation ved at øge nrf2/are-aktivering hos rotter. Nyre- og blodtryksforskning, 41(2), 119-128. https://doi.org/10. 1159/000443413

13. Luo, CJ, Zhang, FJ, Zhang, L., Geng, YQ, Li, QG, Hong, Q., Fu, B., Zhu, F., Cui, SY, Feng, Z., Sun, XF. , & Chen, XM (2014). Mesenkymale stamceller forbedrer sepsis-associeret akut nyreskade hos mus. Chok, 41(2), 123-129. https://doi. org/10.1097/SHK.00000000000000080

14. Condor, JM, Rodrigues, CE, Sousa Moreira, R., Canale, D., Volpini, RA, Shimizu, MH, Camara, NO, Noronha Ide, L., & Andrade, L. (2016). Behandling med humane Whartons gelé-afledte mesenkymale stamceller dæmper sepsis-induceret nyreskade, leverskade og endotel dysfunktion. Stamceller Translationel Medicin, 5(8), 1048–1057. https://doi.org/10.5966/sctm. 2015-0138

15. Zullo, JA, Nadel, EP, Rabadi, MM, Baskind, MJ, Rajdev, MA, Demaree, CM, Vasko, R., Chugh, SS, Lamba, R., Goligorsky, MS, & Ratliff, BB (2015) ). Sekretomet af hydrogelco-indlejrede endotel-progenitorceller og mesenkymale stamceller instruerer makrofagpolarisering i endotoksæmi. Stem Cells Translational Medicine, 4(7), 852–861. https://doi.org/10. 5966/sctm.2014-0111

16. Perlee, D., van Vught, LA, Scicluna, BP, Maag, A., Lutter, R., Kemper, EM, van 't Veer, C., Punchard, MA, Gonzalez, J., Richard, MP , Dalemans, W., Lombardo, E., de Vos, AF, & van der Poll, T. (2018). Intravenøs infusion af humane adipøse mesenkymale stamceller modificerer værtsreaktionen på lipopolysaccharid hos mennesker: Et randomiseret, enkeltblindt, parallelgruppe, placebokontrolleret forsøg. Stamceller, 36(11), 1778–1788. https:// doi.org/10.1002/stem.2891

17. Gennadiy Galstyan, PM, Parovichnikova, E., Kuzmina, L., Troitskaya, V., Gemdzhian, E., & Savchenko, V. (2018). Resultaterne af det randomiserede, randomiserede russiske kliniske forsøg med et enkelt center-pilot med mesenkymale stromaceller i alvorligt neutropene patienter med septisk shock (RUMCESS). International Journal Blood Research and Disorders, 5(1), 33. https://doi.org/10.23937/2469-5696/1410033

18. McIntyre, LA, Stewart, DJ, Mei, SHJ, Courtman, D., Watpool, I., Granton, J., Marshall, J., Dos Santos, C., Walley, KR, Winston, BW, Schlosser, K., Fergusson, DA, & Canadian Critical Care Trials Group, & Canadian Critical Care Translational Biology Group. (2018). Cellulær immunterapi til septisk shock. Et fase I klinisk forsøg. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine, 197(3), 337–347. https://doi.org/10. 1164/rccm.201705-1006OC

19. Matthay, MA, Calfee, CS, Zhuo, H., Thompson, BT, Wilson, JG, Levitt, JE, Rogers, AJ, Gotts, JE, Wiener-Kronish, JP, Bajwa, EK, Donahoe, MP, McVerry , BJ, Ortiz, LA, Exline, M., Christman, JW, Abbott, J., Delucchi, KL, Caballero, L., McMillan, M., et al. (2019). Behandling med allogene mesenkymale stromaceller for moderat til svær akut respiratorisk distress-syndrom (START-studie): Et randomiseret fase 2a sikkerhedsforsøg. The Lancet Respiratory Medicine, 7(2), 154-162. https://doi.org/10. 1016/S2213-2600(18)30418-1

20. Swaminathan, M., Staford-Smith, M., Chertow, GM, Warnock, DG, Paragamian, V., Brenner, RM, Lellouche, F., FoxRobichaud, A., Atta, MG, Melby, S., Mehta, RL, Wald, R., Verma, S., Mazer, CD, & efterforskere, A.-A. (2018). Allogene mesenkymale stamceller til behandling af AKI efter hjertekirurgi. Journal of the American Society of Nephrology, 29(1), 260–267. https://doi.org/10.1681/ASN.2016101150

21. Gotts, JE, & Matthay, MA (2018). Cellebaseret terapi ved sepsis. Et skridt nærmere. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine, 197(3), 280–281. https://doi.org/10.1164/rccm. 201710-2068ED

22. Griffin, MD, & Swaminathan, S. (2020). Redaktionelt: Innovative biologiske lægemidler og lægemidler til at målrette mod nyrebetændelse. Frontiers in Pharmacology, 11, 38. https://doi.org/10.3389/fphar.2020.00038

23. Horie, S., Masterson, C., Brady, J., Loftus, P., Horan, E., O'Flynn, L., Elliman, S., Barry, F., O'Brien, T. , Lafey, JG, & O'Toole, D. (2020). Navlestrengs-afledte CD362(plus) mesenchymale stromaceller til f.eks. coli-lungebetændelse: Indvirkning af dosisregime, passage, kryokonservering og antibiotikabehandling. Stem Cell Research & Therapy, 11(1), 116. https://doi.org/10.1186/s13287-020-01624-8

24. Gonzalez, H., Keane, C., Masterson, CH, Horie, S., Elliman, SJ, Higgins, BD, Scully, M., Lafey, JG, & O'Toole, D. (2020). Navlestrengs-afledte CD362(plus) mesenkymale stromaceller dæmper polymikrobiel sepsis induceret af caecal ligering og punktering. International Journal of Molecular Sciences, 21(21). https://doi.org/10.3390/ijms21218270

25. Lewis, AJ, Seymour, CW, & Rosengart, MR (2016). Nuværende murine modeller af sepsis. Surgical Infections, 17(4), 385-393. https://doi.org/10.1089/sur.2016.021

26. Remick, DG, & Ward, PA (2005). Evaluering af endotoksinmodeller til undersøgelse af sepsis. Chok, 24(Suppl 1), 7–11. https:// doi.org/10.1097/01.shk.0000191384.34066.85

27. de Witte, SFH, Luk, F., Sierra Parraga, JM, Gargesha, M., Merino, A., Korevaar, SS, Shankar, AS, O'Flynn, L., Elliman, SJ, Roy, D. , Betjes, MGH, Newsome, PN, Baan, CC, & Hoogduijn, MJ (2018). Immunmodulering af terapeutiske mesenchymale stromale celler (MSC) udløses gennem fagocytose af msc af monocytiske celler. Stamceller, 36(4), 602-615. https:// doi.org/10.1002/stem.2779

28. Zhao, X., Liu, D., Gong, W., Zhao, G., Liu, L., Yang, L., & Hou, Y. (2014). De toll-lignende receptor 3-ligander, poly(I:C), forbedrer den immunsuppressive funktion og den terapeutiske virkning af mesenkymale stamceller på sepsis via inhibering af mir-143. Stamceller, 32(2), 521-533. https://doi.org/10.1002/stem.1543

29. Nemeth, K., Leelahavanichkul, A., Yuen, PS, Mayer, B., Parmelee, A., Doi, K., Robey, PG, Leelahavanichkul, K., Koller, BH, Brown, JM, Hu, X., Jelinek, I., Star, RA, & Mezey, E. (2009). Knoglemarvsstromaceller dæmper sepsis via prostaglandin E(2)-afhængig omprogrammering af værtsmakrofager for at øge deres interleukin-10-produktion. Naturmedicin, 15(1), 42–49. https://doi.org/10.1038/nm.1905

30. Fletcher, AL, Elman, JS, Astarita, J., Murray, R., Saeidi, N., D'Rozario, J., Knoblich, K., Brown, FD, Schildberg, FA, Nieves, JM, Heng , TS, Boyd, RL, Turley, SJ, & Parekkadan, B. (2014). Lymfeknudefibroblastiske retikulære celletransplantationer viser robust terapeutisk effektivitet ved højmortalitet murin sepsis. Science Translational Medicine, 6(249), 249ra109. https:// doi.org/10.1126/scitranslmed.3009377

31. Gonzalez-Rey, E., Anderson, P., Gonzalez, MA, Rico, L., Buscher, D., & Delgado, M. (2009). Humane voksne stamceller afledt af fedtvæv beskytter mod eksperimentel colitis og sepsis. Gut, 58(7), 929-939. https://doi.org/10.1136/gut.2008. 168534

32. Kaucsar, T., Godo, M., Revesz, C., Kovacs, M., Mocsai, A., Kiss, N., Albert, M., Krenacs, T., Szenasi, G., & Hamar, P. (2016). Det urin/plasma neutrofile gelatinase-associerede lipocalin-forhold er en følsom og specifik markør for subklinisk akut nyreskade hos mus. PLoS One, 11(1), e0148043. https://doi.org/10.1371/journ al.pone.0148043

33. Park, HK, Kim, S., Lee, S.-S., Kim, H.-J., Ahn, H.-S., Song, JY, Um, T.-H., Cho, C. .-R., Jung, H., Koo, H.-K., Sim, YS, Song, J.-U., & Park, J.-H. (2015). Hjælper plasma NGAL til forudsigelse af akut nyreskade hos sepsispatienter?: En systematisk gennemgang og meta-analyse. European Respiratory Journal, 46(suppl 59), PA2148. https://doi.org/10.1183/13993003.congr ess-2015.PA2148

34. Koeze, J., van der Horst, ICC, Keus, F., Wiersema, R., Dieperink, W., Kootstra-Ros, JE, Zijlstra, JG, & van Meurs, M. (2020). Plasma neutrofil gelatinase-associeret lipocalin ved intensiv afdelingsindlæggelse som en forudsigelse for akut nyreskade progression. Clinical Kidney Journal, 13(6), 994-1002. https://doi. org/10.1093/ckj/sfaa002

35. Lee, KY (2019). M1 og M2 polarisering af makrofager: En mini-gennemgang. Medical Biological Science and Engineering, 2(1), 1–5. https://doi.org/10.30579/mbse.2019.2.1.1

36. Eggenhofer, E., Luk, F., Dahlke, MH, & Hoogduijn, MJ (2014). Mesenkymale stamcellers liv og skæbne. Frontiers in Immunology, 5, 148. https://doi.org/10.3389/fmmu.2014.00148

37. Luk, F., de Witte, SF, Korevaar, SS, Roemeling-van Rhijn, M., Franquesa, M., Strini, T., van den Engel, S., Gargesha, M., Roy, D. , Dor, FJ, Horwitz, EM, de Bruin, RW, Betjes, MG, Baan, CC, & Hoogduijn, MJ (2016). Inaktiverede mesenkymale stamceller opretholder immunmodulerende kapacitet. Stamceller og udvikling, 25(18), 1342–1354. https://doi.org/10.1089/scd. 2016.0068

38. Li, JL, Li, G., Jing, XZ, Li, YF, Ye, QY, Jia, HH, Liu, SH, Li, XJ, Li, H., Huang, R., Zhang, Y., & Wang, H. (2018). Vurdering af kliniske sepsis-associerede biomarkører i en septisk musemodel. Journal of International Medical Research, 46(6), 2410–2422. https://doi.org/10.1177/0300060518764717

39. Cai, L., Rubin, J., Han, W., Venge, P., & Xu, S. (2010). Oprindelsen af ​​flere molekylære former i urinen af ​​HNL/NGAL. Clinical Journal of the American Society of Nephrology, 5(12), 2229-2235. https://doi.org/10.2215/CJN.00980110

40. Capcha, JMC, Rodrigues, CE, Moreira, RS, Silveira, MD, Dourado, P., Dos Santos, F., Irigoyen, MC, Jensen, L., Garnica, MR, Noronha, IL, Andrade, L. , & Gomes, SA (2020).

41. Schlosser, K., Wang, JP, Dos Santos, C., Walley, KR, Marshall, J., Fergusson, DA, Winston, BW, Granton, J., Watpool, I., Stewart, DJ, McIntyre, LA, Mei, SHJ og Canadian Critical Care Trials, G., & the Canadian Critical Care Translational Biology, G. (2019). Effekter af mesenkymal stamcellebehandling på systemiske cytokinniveauer i et fase 1 dosis-eskaleringssikkerhedsforsøg med septisk shockpatienter. Critical Care Medicine, 47(7), 918-925. https://doi.org/10.1097/CCM.0000000000003657

42. van Rhijn-Brouwer, FCC, Gremmels, H., Fledderus, JO, & Verhaar, MC (2018). Mesenkymale stromale cellekarakteristika og regenerativt potentiale i hjertekarsygdomme: Implikationer for cellulær terapi. Celletransplantation, 27(5), 765-785. https:// doi.org/10.1177/0963689717738257

43. Sun, XY, Ding, XF, Liang, HY, Zhang, XJ, Liu, SH, Bing, H., Duan, XG, & Sun, TW (2020). Effekten af ​​mesenkymal stamcelleterapi til sepsis: En metaanalyse af prækliniske undersøgelser. Stem Cell Research & Therapy, 11(1), 214. https://doi.org/ 10.1186/s13287-020-01730-7

44. Laroye, C., Gibot, S., Reppel, L., & Bensoussan, D. (2017). Kortfattet gennemgang: Mesenkymale stromale/stamceller: En ny behandling for sepsis og septisk shock? Stamceller, 35(12), 2331-2339. https:// doi.org/10.1002/stem.2695

45. Brady, J., Horie, S., & Lafey, JG (2020). Rolle af det adaptive immunrespons i sepsis. Intensive Care Medicine Experimental, 8(Suppl 1), 20. https://doi.org/10.1186/s40635-020-00309-z

46. ​​Martina, MN, Noel, S., Saxena, A., Bandapalle, S., Majithia, R., Jie, C., Arend, LJ, Allaf, ME, Rabb, H., & Hamad, AR (2016) ). Dobbeltnegative alfa-beta T-celler reagerer tidligt på Aki og findes i menneskelige nyrer. Journal of the American Society of Nephrology, 27(4), 1113–1123. https://doi.org/10.1681/ ASN.2014121214

47. Hotchkiss, RS, Tinsley, KW, Swanson, PE, Schmieg Jr., RE, Hui, JJ, Chang, KC, Osborne, DF, Freeman, BD, Cobb, JP, Buchman, TG, & Karl, IE (2001) ). Sepsis-induceret apoptose forårsager progressiv dybtgående udtømning af B- og CD4 plus T-lymfocytter hos mennesker. Journal of Immunology, 166(11), 6952-6963. https://doi.org/10.4049/jimmunol.166.11.6952

48. Condotta, SA, Cabrera-Perez, J., Badovinac, VP, & Grifth, TS (2013). T-celle-medieret immunitet og rollen af ​​TRAIL i sepsis-induceret immunsuppression. Critical Reviews in Immunology, 33(1), 23-40. https://doi.org/10.1615/critrevimmunol.20130 06721

49. Khosrojerdi, A., Soudi, S., Hosseini, AZ, Eshghi, F., Shafee, A., & Hashemi, SM (2021). Immunmodulerende og terapeutiske virkninger af mesenkymale stamceller på organdysfunktion i sepsis. Chok, 55(4), 423-440. https://doi.org/10.1097/SHK.0000000000 001644

50. Nie, P., Bai, X., Lou, Y., Zhu, Y., Jiang, S., Zhang, L., Tian, ​​N., Luo, P., & Li, B. (2021) . Humane mesenkymale stamceller fra navlestrengen reducerer oxidativ skade og apoptose ved diabetisk nefropati ved at aktivere Nrf2. Stem Cell Research & Therapy, 12(1), 450. https://doi.org/10.1186/s13287-021-02447-x

51. dos Santos, CC, Murthy, S., Hu, P., Shan, Y., Haitsma, JJ, Mei, SH, Stewart, DJ, & Liles, WC (2012). Netværksanalyse af transkriptionelle responser induceret af mesenkymal stamcellebehandling af eksperimentel sepsis. American Journal of Pathology, 181(5), 1681–1692. https://doi.org/10.1016/j.ajpath.2012.08.009

52. von Kortzfeisch, VT, Karp, NA, Palme, R., Kaiser, S., Sachser, N., & Richter, SH (2020). Forbedring af reproducerbarheden i dyreforskning ved at opdele undersøgelsespopulationen i flere 'mini-eksperimenter'. Scientifc Reports, 10(1), 16579. https://doi.org/10. 1038/s41598-020-73503-4

53. Tanavde, V., Vaz, C., Rao, MS, Vemuri, MC, & Pochampally, RR (2015). Forskning ved hjælp af mesenkymale stam-/stromaceller: Kvalitetsmetrik til udvikling af et referencemateriale. Cytotherapy, 17(9), 1169-1177. https://doi.org/10.1016/j.jcyt.2015. 07.008

54. Pickkers, P., Heemskerk, S., Schouten, J., Laterre, PF, Vincent, JL, Beishuizen, A., Jorens, PG, Spapen, H., Bulitta, M., Peters, WH, & van der Hoeven, JG (2012). Alkalisk fosfatase til behandling af sepsis-induceret akut nyreskade: Et prospektivt randomiseret dobbeltblindt placebokontrolleret forsøg. Critical Care, 16(1), R14. https://doi.org/10.1186/cc11159

55. Pickkers, P., Mehta, RL, Murray, PT, Joannidis, M., Molitoris, BA, Kellum, JA, Bachler, M., Hoste, EAJ, Hoiting, O., Krell, K., Ostermann, M. ., Rozendaal, W., Valkonen, M., Brealey, D., Beishuizen, A., Meziani, F., Murugan, R., de Geus, H., Payen, D., et al. (2018). Effekt af human rekombinant alkalisk fosfatase på 7-dag kreatininclearance hos patienter med sepsis-associeret akut nyreskade: Et randomiseret klinisk forsøg. The Journal of the American Medical Association, 320(19), 1998-2009. https://doi.org/10.1001/jama.2018.14283

Barbara Fazekas1 · Senthilkumar Alagesan2 · Luke Watson2 · Olivia Ng1,2 · Callum M. Conroy1,2 · Cristina Català3 · Maria Velascode Andres3 · Neema Negi1 · Jared Q. Gerlach4 · Sean O. Hynes5,6 · Francisco Lozano3,7,8 · Stephen J. Elliman2 · Matthew D. Grifn1,9,10

1 Regenerative Medicine Institute ved CÚRAM Center for Research in Medical Devices, School of Medicine, National University of Ireland Galway, Galway, Irland

2 Orbsen Therapeutics Ltd., Galway, Irland

3 Institut d'Investigacions Biomèdiques August Pi i Sunyer, Barcelona, ​​Spanien

4 Glycoscience Group, National Center for Biomedical Engineering Science, National University of Ireland Galway, Galway, Irland

5 Discipline of Pathology, School of Medicine, National University of Ireland Galway, Galway, Irland

6 Histopatologisk afdeling, Galway Universitetshospitaler, Galway, Irland

7 Servei d'Immunologia, Hospital Clínic de Barcelona, ​​Barcelona, ​​Spanien

8 Department de Biomedicina, Universitat de Barcelona, ​​Barcelona, ​​Spanien

9 Department of Nephrology, Saolta University Health Care Group, Galway University Hospitals, Galway, Irland

10 National University of Ireland Galway, REMEDI, Biomedical Sciences, Corrib Village, Dangan, Galway H91 TK33, Irland