Zinkoxid-nanopartikler forbedrer dimethylnitrosamin-induceret nyretoksicitet hos rotter

Kontakt: Tina Xiang E-mail:tina.xiang@wecistanche.com

Abstrakt

Dimethylnitrosamin(DMN) er et etableret kræftfremkaldende stof. Det er giftigt for flere organer, nemliglever, nyre, lunger og immunsystem. Adskillige lægemidler er tidligere blevet brugt til at modulere dets toksicitet ved hjælp af eksperimentelle dyremodeller. Denne undersøgelse er designet til at undersøge effekten af ​​zinkoxidnanopartikler (ZnONP'er) på nyretoksicitet forårsaget af DMN i laboratorierotter. Da oxidative mekanismer hovedsageligt er involveret i dets toksicitet, fokuserer den foreslåede undersøgelse på forbedring afoxidativt stresssvar fra ZnONP'er, hvis nogen. De foreliggende resultater viser, at indgivelse af ZnONP'er (50 mg/kg kropsvægt/rotte) til DMN (2 ul/100 g kropsvægt/rotte)-behandlede rotter reducerer koncentrationen af ​​malonaldehyd, H, O og NO i nyrerne. Imidlertid steg reduceret glutathion (GSH)-koncentration efter ZnONP-behandling. Resultater på glutathion S-transferase og glutathionperoxidase favoriserede dets antioxidative virkninger. Disse resultater understøttes af genopretning af oxidativ DNA-skade og mindre udtalte histopatologiske ændringer i nyren. Det antages, at ZnONP'er kan være toksiske for nyrevæv; deres stærke terapeutiske/antioxidative potentiale hjælper dog med at forbedre DMN-induceretnyretoksicitethos rotter.

Nøgleord:Dimethylnitrosamin. Nyre. Zinkoxid nanopartikler·Oxidativ stress. Histopatologi

Klik her for mere information om cistanche-effekter

Introduktion

Dimethylnitrosamin (DMN) er et etableret kræftfremkaldende stof [2]. Det er blevet bekræftet, at det foretrukne sted for dets biotransformation er leveren. Imidlertid organer, dvsnyre, og lunger, deltager også i dets stofskifte om end i mindre grad [25]. Magee og Barnes [29] viste for første gang, at en enkelt dosis DMN kunne inducere nyretumorer. Efterfølgende undersøgelser tilskrev DMN-induceret nyrekræft til reaktive oxygenarter (ROS) ogoxidativt stress [3, 32].

Visse undersøgelser blev lavet for at modulere DMN-toksicitet i egnede dyremodeller under anvendelse af flere lægemidler og antioxidanter. Hamza et al. [20] undersøgte de terapeutiske virkninger af -liponsyre (ALA) mod DMN-induceretnyretoksicitethos rotter. Rana og Kumar [40] rapporterede, at cadmium og zinkmetallothionein begge hæmmede lipidperoxidation (LPO) i nyren hos DMN-behandlede rotter. Det var tidligere kendt, at metallisk zink spiller en vigtig rolle som transkriptionsfaktor og antioxidantforsvar i forebyggelsen af ​​DMN-toksicitet. Zinkkanaler skaber en balance mellem celleoverlevelse og celledød ved at kontrollere de frie og intracellulære zinkbevægelser [8]. Derfor blev zink tidligere betragtet som et egnet middel til at forhindre toksicitet af adskillige xenobiotika, dvs. carbontetrachlorid |41, ethylalkohol [62] og dichlordiphenyltrichlorethan [12].

Nylige fremskridt inden for nanomedicin har brugt nanopartikler til behandling og diagnosticering af flere sygdomme. I denne sammenhæng bliver flere nanopartikler syntetiseret og testet for deres toksicitet [22]. Zinkoxidnanopartikler (ZnONP'er) er blevet betragtet som potente terapeutiske midler på grund af deres biotilgængelighed, biokompatibilitet og høje opløselighed. Det har kapaciteten til at regulere cellecyklus og cellulær homeostase [56]. Food and Drug Administration (FDA) har også godkendt zinkoxidnanopartikler til kræftbehandling[47. Det kan forårsage selektiv toksicitet over for kræftceller ved uligevægt af zinkafhængig proteinaktivitet (Vinderall og Mitjans, 2015). Rasmussen et al. [44] hypotese, at ZnONP'er kan dræbe kræftceller gennem induktion afoxidativt stress. Således er ZnONP'er dukket op som nano-teranostiske platforme mod flere sygdomme, især dem forårsaget af oxidativt stress. Ikke desto mindre har flere laboratorier offentliggjort rapporter, der viser deres toksicitet i specifikke organer og cellelinjer [11,26].

Derfor synes der at være tilstrækkelig grund til yderligere at undersøge de antioxidative virkninger af ZnONP'er manifesteret i den passende eksperimentelle opsætning. Med dette perspektiv blev der for nylig lavet en undersøgelse af ZnONP'ers beskyttende virkning mod DMN-induceret hepatotoksicitet hos Wistar-hanrotter i vores laboratorium |43]. For at udvide denne undersøgelse blev der gjort en indsats for at vurdere de beskyttende virkninger af ZnONP'er, hvis nogen, på DMN-induceret nyretoksicitet hos rotter. Yderligere er nyretoksicitet af ZnONP'er også blevet undersøgt samtidigt.

Materialer og metoder

Kemikalier og reagenser

Zinkoxidnanopartikler blev fremskaffet fra Sigma Chemical Co. Missouri (USA). Ifølge producenten indeholdt nanopartikler cirka 80 procent zinkbasis, 100 procent renhed og<100 nm="" size="" with="" a="" surface="" area="" of="" 15-25="">

Dimethylnitrosamin, thiobarbitursyre, 5'-5'-dithiobis-2-nitrobenzoesyre,1-chlor-2,4-dinitrobenzen, glutathionreduktase, glutathion og N- (1-naphthyl)ethylendiamin-dihydrochlorid (NEDA) blev også købt fra Sigma Chemical Co. (USA). Alle andre reagenser af højeste renhed blev opnået fra High Media (Mumbai).

Karakterisering af zinkoxidnanopartikler

ZnONP'er blev karakteriseret ved hjælp af et batteri af metoder som beskrevet tidligere [43]. Kort fortalt blev størrelsen og formen af ​​ZnONP'er observeret gennem et transmissionselektronmikroskop på Sophisticated Analytical Instrument Centre, Punjab University, Chandigarh (Indien). Scanningselektronmikroskopiske observationer og energidispersiv røntgenanalyse (EDAX) blev foretaget ved Institut for Fysik, Choudhary Charan Singh University, Meerut (Indien). Analyser af størrelse, distribution og zeta-potentiale og XRD-analyse af ZnONP'er blev udført på Indian Institute of Technology, Roorkee (Indien).

Vedligeholdelse af dyr og forsøgsprotokol

Forudgående godkendelse af den institutionelle dyreetiske komité blev søgt til at foretage nuværende undersøgelser. Eksperimenter blev udført på Wistar hanrotter (150±25 g), anskaffet fra dyrefaciliteten i Jamia Hamdard, Delhi. Rotter blev holdt under standard laboratorieforhold (stuetemperatur, 25±5 grader; relativ fugtighed, 50 plus 10 procent; og en 12- timers mørke/lys-cyklus). Hver rotte blev anbragt individuelt i et polypropylenbur og tilbød kommercielt foder (Golden Feeds, Delhi) og postevand ad libitum.

Efter akklimatisering til laboratorieforhold i 2 uger blev rotter tilfældigt opdelt i fire grupper, der hver indeholdt fem rotter. Rotter fra gruppe A blev injiceret DMN (2μL/100 g kropsvægt) i saltvand intraperitonealt (ip) hver anden dag i 15 dage som beskrevet tidligere[43]. Rotter fra gruppe B blev behandlet som rotterne fra gruppe A og fik efterfølgende administreret en forudbestemt NOEL af ZnONP'er (50 mg/kg) hver anden dag i 30 dage. Rotter fra gruppe C blev kun behandlet med ZnONP'er fra rotterne fra gruppe B. Rotter fra gruppe D blev kun injiceret (ip) saltvand (2 ul/100 g kropsvægt) hver anden dag i 45 dage og behandlet som kontroller.

Efter 45 dage blev rotter sultet natten over, og deres urinprøver blev indsamlet næste morgen gennem metaboliske bure. Derefter blev rotter aflivet ved let etherbedøvelse. Detnyrerblev omhyggeligt fjernet og behandlet til estimering af reaktive arter, nemlig malondialdehyd, nitrogenoxid og hydrogenperoxid. Oxidativ stress blev bestemt gennem standardparametre. nemlig reduceret glutathion (GSH), glutathion S-transferase og glutathionperoxidase som beskrevet nedenfor.

Kreatinin

Kreatinin i urinprøverne blev bestemt efter metoden af ​​Toro og Acker-man (1975) ved hjælp af et kommercielt sæt indkøbt fra M/S Span Diagnostics, Surat (Gujarat, Indien)

Oxidativt stress

Malondialdehyd (MDA)

MDA i nyrevævet blev bestemt ved anvendelse af thiobarbitursyre efter metoden ifølge Jordan og Schenkman, [24]. Absorbans blev registreret ved 532 nm under anvendelse af et spektrofotometer (Systronics, Indien).1,1,3,3-Tetramethoxypropan(Sigma) blev anvendt som standard. Protein blev bestemt ved at følge metoden ifølge Lowry et al.[27]. Bovint serumalbumin (Sigma) blev anvendt som standard.

Hydrogenperoxid (H202)

Homogenater af nyrerne blev fremstillet i 0.25 M saccharose. H2O2 blev målt under anvendelse af ferrithiocyanatmetoden som beskrevet af Thurman et al. [52]. Absorbans blev registreret ved 480 nm ved anvendelse af et spektrofotometer (Systronics, Indien).

Nitrogenoxid (NO)

NO i nyreprøverne blev estimeret gennem Griess-reagens efter metoden foreslået af Cortas og Wakid [6]. Absorbans blev registreret ved 550 nm ved anvendelse af et spektrofotometer (Systronics, Indien).

GSH/Non-protein Sulfhydryls (NPSH)

Ellmans reagens blev brugt til at bestemme reduceret glutathion i nyreprøver [10]. Absorbans blev registreret ved 412 nm ved anvendelse af et spektrofotometer (Systronics, Indien).

Glutathion S-transferase

Glutathion S-transferase blev analyseret under anvendelse af 1-chlor-2,4-dinitrobenzen (CDNB), der var konjugeret med glutathion. Absorbans blev registreret ved 340 nm [19].

Glutathionperoxidase

Enzymet blev analyseret ved at følge metoden ifølge Paglia og Valentine [37]. Glutathiondisulfid (GSSG) produceret som et resultat af glutathionperoxidase reduceres med et overskud af glutathionreduktase. Omdannelse af GSSG til GSH blev overvåget ved 340 nm under anvendelse af et spektrofotometer (Systronics, Indien).

Metallothionein

Metallothionein i nyreprøver blev analyseret efter cadmiummætningsmetoden [36] ved hjælp af atomabsorptionsspektrofotometer (EC, Hyderabad, Indien).

8-Hydroxy-2'-Deoxyguanosin (8-OHdG)

Urinprøven fra hver rotte blev opsamlet i et steriliseret hætteglas gennem et metabolisk bur. Disse prøver blev opbevaret i-80 grad indtil yderligere analyser. Den kompetitive ELISA-teknik blev brugt til estimering af 8-OHdG ved hjælp af et kommercielt sæt indkøbt fra Bioassay Technology Laboratory (Kina). Absorbans blev registreret ved 450 nm under anvendelse af en mikropladelæser (EC, Hyderabad, Indien).

Histopatologi

Små stykker nyre blev fikseret i 10 procent neutral formaldehyd, dehydreret, renset og indlejret i paraffinvoks. Fem μm tykke snit blev farvet med hæmatoxylin og eosin og undersøgt under et forskningsmikroskop (Nikon, Japan).

Statistisk analyse

Den studerendes t-test blev brugt til at foretage sammenligninger mellem grupper mellem forskellige grupper. Forskelle mellem grupper med ap-værdi<0.05 were="" considered="" significant.="" spss="" software="" version="" 2.0="" was="" used="" for="" inter-group="">

Resultater

Karakterisering af ZnONP'er

Formen, størrelsen, strukturen og den elektriske sammensætning af ZnONP'er blev bestemt ved at anvende standardmetoder. Resultater viser, at den gennemsnitlige diameter af ZnONP'er var<100 nm="" (fig.1a).="" sem="" observations="" showed="" agglomeration="" of="" nps="" (fig.1b).="" the="" electrical="" components="" of="" the="" znonps="" were="" determined="" through="" edax.="" the="" xrd="" pattern="" of="" znonps="" showed="" a="" hexagonal="" structure="" when="" compared="" with="" the="" standard="" data="" (jspds,="" 00-001-1136)="" published="" elsewhere="" [43].="" the="" zeta="" potential="" of="" the="" nanoparticles="" was="" recorded="" to="" be="" 18.9mv(fig.2).="" the="" intensity-weighed="" particle="" size="" distribution="" of="" znonps="" has="" been="" shown="" in="">

Nyrefunktion

En højere koncentration af urinkreatinin viste nedsat nyrefunktion hos DMN-behandlede rotter. Efterfølgende behandling af DMN-behandlede rotter med ZnONP'er reducerede kreatininværdierne. Rotter behandlet med ZnONP'er alene viste også højere værdier for kreatinin end kontrolrotter (tabel 1).

MDA, H2O2 og NO

Malondialdehyd (MDA), er produktet af LPO. øget i nyrerne hos DMN-behandlede rotter. Administration af ZnONP'er til DMN-behandlede rotter, der reducerer koncentrationen i nyrevæv. Imidlertid var MDA-koncentrationen højere i nyrerne hos ZnONP-behandlede rotter end kontrolrotterne (tabel 1).

Højere værdier for NO i nyrevævet hos DMN-behandlede rotter understøttede resultaterne for malondialdehyd. ZnONP-terapi tilbudt DMN-behandlede rotter reducerede NO-koncentrationen i nyrerne. En sammenligning af NO-værdier opnået i nyrerne hos ZnONP'er og kontrolrotter viste højere værdier, skønt ubetydelige, i nyrerne hos ZnONP-behandlede rotter (tabel 1).

Resultater på hydrogenperoxid viste også højere værdier i nyrerne hos DMN-behandlede rotter. Gennemsnitsværdier af H, O i nyrerne hos DMN-plus ZnONP-behandlede rotter var lavere end DMN-behandlede rotter (tabel 1). Tilsammen antyder alle disse resultater en antiperoxidativ og anti-nitrosativ rolle for ZnONP'er.

GSH

I nyrerne hos DMN-behandlede rotter blev der observeret et signifikant fald i GSH-værdier. Dens status forbedredes efter administration af ZnONP'er til DMN-behandlede rotter. Disse observationer viser, at ZnONP'er tilbyder antioxidativ beskyttelse mod DMN-induceret nyretoksicitet. Behandling af rotter med ZnONP'er forbedrede nyrekoncentrationen af ​​GSH (tabel 1).

Glutathion S-transferase og glutathionperoxidase

Resultater på GSH blev understøttet af observationerne af glutathion S-transferase. Enzymaktivitet faldt i nyrerne hos DMN-behandlede rotter, tilskud af ZnONP'er til DMN-behandlede rotter genoprettede dens aktivitet tæt på kontrolværdier (tabel 1). Glutathionperoxidaseaktivitet faldt også i nyrerne hos DMN-behandlede rotter. Det steg dog i nyrerne hos DMN- og ZnONP-behandlede rotter (tabel 1).

8-OHdG

De nuværende resultater på 8-OHdG viste større oxidativ DNA-skade i nyren hos DMN-behandlede rotter. ZnONP-tilskud til DMN-behandlede rotter hæmmede denne skade signifikant til en vis grad. Behandling med ZnONP'er alene kunne imidlertid også inducere DNA-skade i nyrerne hos rotter (fig. 4).

Metallothionein

Resultater på renal metallothionein (MT) koncentration antydede, at induktion af MT faldt i nyrerne hos DMN-behandlede rotter. Der blev dog registreret en stigning på 16 procent i MT i nyrerne hos DMN- og ZnONP-behandlede rotter. ZnONP'er alene viste sig også at være en potent inducer af MT i rottenyrer (tabel 1).

Histopatologi

Ud over glomerulonefritis og proksimal tubulær nekrose blev adenocarcinom i den subkapsulære cortex registreret i nyren hos DMN-behandlede rotter. Epiteldegeneration var iøjnefaldende i proksimale såvel som distale tubuli, kerner af forskellige former og størrelser blev bemærket i hele cortex og medulla (fig. 5A, B, C).

De histopatologiske observationer i nyrerne hos DMN- og ZnONP-behandlede rotter indikerede mindre alvorlig glomerulonefritis og reduceret tubulær nekrose. Adenocarcinom manglede. Imidlertid blev neoplastisk vævsdannelse set nogle få steder i den proksimale cortex. Det tubulære epitel viste sig at være intakt. Nukleare ændringer var ubetydelige (fig. 5D, 6A).

Histopatologiske observationer i nyren hos ZnONP-behandlede rotter viste ingen nefritis. Proksimale og distale tubuli var velformede og viste ingen tegn på epiteldegeneration. Børstekanten viste sig at være intakt. Imidlertid blev øget mitotisk aktivitet bemærket i den distale cortex. (Fig. 6B, C).

Alle de ovenfor beskrevne patologiske ændringer manglede i nyrerne hos kontrolrotter. Den renale tubulære cortex og medulla udviste ingen tegn på skade. De normale kerner i cortex, såvel som medulla, blev observeret (fig. 6D).

Denne undersøgelse viser, at DMN er lige så skadelig fornyresom det er tilleverog lunger. Mekanismen for dets toksicitet er tidligere blevet diskuteret af nogle få arbejdere. Det er slået fast nudimethylnitrosaminog andre nitrosoforbindelser metaboliseres fortrinsvis i leveren; dog deltager nyren i deres biologiske nedbrydning. DMN metaboliseres af CYP2E1, som hydroxylerer en methylgruppe. Den resulterende hydroxymethylnitrosamin er ustabil og nedbrydes til formaldehyd, som methylerer DNA og protein eller reagerer med vand for at danne methanol [13]. Dannelsen af ​​reaktive oxygenarter (ROS) som hydrogenperoxid (H2O2) og hydroxylradikaler (OH) bidrager tiloxidativt stresssom kan være en af ​​nøglefaktorerne i induktionen af ​​patologiske ændringer, carcinogenicitet, neoplastiske ændringer og tumordannelse ikke kun i leveren, men også nyrerne og lungerne ([57].

Genoprettelse af nyrefunktionen er fortsat et udfordrende problem ved toksisk nyreskade. Da ZnONP'er viste sig at være beskyttende mod DMN-induceret leverskade hos rotter [43], blev en lignende undersøgelse af nyrer anset for at være afgørende for at bevise det terapeutiske potentiale af ZnONP'er. Den allerførste indikation på en gavnlig virkning af ZnONP'er mod DMN-toksicitet blev udvist ved observationer af kreatinin. Det var forhøjet i urinprøverne fra DMN-behandlede rotter, men faldt hos DMN- og ZnONP-behandlede rotter. ZnONP-behandling alene øgede også kreatininkoncentrationen. Forhøjet urin-/serumkreatinin er en pålidelig biomarkør for nyrefunktionen [4]. Det er forbundet med unormal glomerulær funktion [5]. Ali Noori et al. [35] rapporterede også, at behandling af Balb/c-mus med ZnONP'er (50-300 mg/kg) øgede serumkreatininkoncentrationen. De korrelerede det med glomerulær og tubulær degeneration. Også under denne undersøgelse. vi fandt en sammenhæng mellem kreatininkoncentration og renale morfologiske ændringer. Forbedret renal glomerulær og tubulær morfologi hos DMN- og ZnONP-behandlede rotter svarede til et fald i urinkreatininkoncentrationen. Imidlertid udviste ZnONP'er ved nuværende koncentration og dosisregime moderatnyretoksicitet.

Adskillige undersøgelser har vist, at metabolismen af ​​DMN genererer ROS ileveraf forsøgsdyr, der fører tiloxidativt stress[18].). Men meget få arbejdere har vist, at ROS også er ansvarlig for dets nyretoksicitet [54]. De nuværende resultater bekræfter, at DMN kunne inducere LPO inyresåvel. Efterfølgende behandling med ZnONP'er hæmmede dannelsen af ​​ROS. Dawei et al. [7] postulerede, at zinkoxidnanopartikler besidder evnen til at reducere malondialdehyd og øge aktiviteten af ​​antioxidantenzymer. I modsætning hertil steg malondialdehyd også i nyrerne hos ZnONP-behandlede rotter. Andre eksperimenter udført på toksiciteten af ​​ZnONP'er har også afsløret, at det forhøjede MDA-koncentrationen i zebrafisk [63] og human lever [46].

Nitrogenoxider, inyreaf DMN-behandlede rotter, viste også forhøjede værdier. Det faldt i nyrerne hos DMN- og ZnONP-behandlede rotter. Tidligere undersøgelser viser, at nitrogenoxiddonorer som NaNO delvist forhindrede kronisk hepatitis induceret af dimethylnitrosamin [28]. ZnONP'er kan have påvirket DMN-induceret nyretoksicitet ved at modulere NO-syntase. Nitrogenoxidsyntasehæmmere som No-nitro-L-arginin (L-NNA) kan dæmpe de beskyttende virkninger over DMN-toksicitet udtrykt af nitrogenoxiddonorer [14]. H, O, er et væsentligt metabolisk produkt af DMN [38]. Forhøjede værdier blev registreret for H, O, i nyren hos DMN-behandlede rotter. Der blev dog registreret et fald i DMN- og ZnONP-behandlede rotter. Denne observation tyder på, at ZnONP'er påvirker metabolismen af ​​DMN. Denne påvirkning kan være på niveau med CYP2E1. Der er dog behov for yderligere undersøgelser for at bekræfte denne formodning.

Signifikant stigning i nyrekoncentrationen af ​​MDA, H, O og NO reciprokeret med signifikant depression af GSH i nyren hos DMN-behandlede rotter. Efterfølgende administration af ZnONP'er til DMN-behandlede rotter genoprettede GSH-status i nyrerne. ZnONP-behandling til normale rotter forhøjede også GSH-niveauer. GSH, en ikke-enzymatisk antioxidant, er kendt for at modvirke de skadelige virkninger af ROS [42]. ZnONP'er udtrykker antioxidanteffekter, som kan tilskrives deres antiinflammatoriske potentiale medieret af nedregulering af inducerbar nitrogenoxidsyntase(iNOS), cyclooxygenase-2.og forskellige cytokiner [34]. Andre arbejdere tilskriver de gavnlige virkninger af ZnONP'er til metallothionein [23,33]. I en tidligere undersøgelse viste Rana og Kumar [40] at metallothionein beskytter mod DMN-toksicitet. Ifølge Durham og Palmiter [9] synes der at være en stærk mulighed for, at zink ved frigivelse virker som en kompenserende budbringer for oxidativt stress, hvilket stimulerer en faktor i forstærkerregionen af ​​MT-genet. Forbedret transkription af disse gener kunne forklare de forhøjede niveauer af Zn-MT i oxidant-stressede celler. Gener for MT og GSH bestemmer beskyttelsen af ​​MT-inducere [16].

De foreliggende resultater viser, at DMN inhiberer MT i nyren sammenlignet med dets koncentration i normale rottenyrer. MT-koncentrationen steg i nyrerne hos DMN- og ZnONP-behandlede rotter. Administrationen af ​​ZnONP'er alene øgede signifikant MT-koncentrationen i nyrevæv. Disse resultater tyder på, at ZnONP'er også er stærke inducere af MT. Tidligere rapporter viser, at zink er den potentielle inducer af MT[30]. MT udveksler zink relativt hurtigt i intramolekylære og intermolekylære reaktioner med andre zink/svovlklynger på trods af relativt høj termodynamisk stabilitet [31].

DMN er kendt for at påvirke glutathion S-transferase(GST) aktivitet i leveren [1,49]. Dets virkninger på renale glutathion S-transferaser kendes imidlertid ikke. De nuværende undersøgelser viste, at DMN øgede ekspressionen og stimulerede aktiviteten af ​​GST i nyren. Aniya og Anders [1] rapporterede, at DMN-administration reducerede lever-GST, men øgede det i serum. Denne stigning er ledsaget af en stigning i serum GPT(SGPT)-aktivitet og serumbilirubinkoncentrationer. En tidligere undersøgelse fra vores laboratorium har også bekræftet forhøjelsen af ​​serumtransaminaser i DMN-behandlede rotter [43]. Behandling af rotter med ZnONP'er til normale rotter øgede GST-aktiviteten i nyrerne, men reducerede den i nyrerne hos DMN- og ZnONP-behandlede rotter. Der blev dog ikke registreret nogen stigning i renal GSH-koncentration. GST og GSH spiller en vigtig rolle i afgiftningen af ​​mutagener og kræftfremkaldende stoffer [48]. Yderligere kan GST reducere den kovalente binding af epoxider af kræftfremkaldende stoffer som DMN[17].

Mange arbejdere er enige om, at ZnONP'ers beskyttende virkning mod kemisk induceret skade i leveren/nyren manifesteres gennem dets antioxidative potentiale og forebyggelse af ROS-medieret mutagenicitet og carcinogenicitet [51]. DMN-behandling til rotter påvirker en række antioxidantenzymer, nemlig superoxiddismutase, katalase og glutathionperoxidase. Efterbehandling af ZnONP'er til DMN-behandlede rotter øgede glutathionperoxidaseaktivitet sammenlignet med kontrolrotter, hvilket indikerer dens øgede evne til at fjerne H, O og lipidhydroperoxider [63]. Morfologisk forbedring i nyren hos DMN-behandlede rotter, manifesteret af ZnONP'er, understøttede ovenstående observationer. Magee og Barnes [29] bekræftede, at DMN kunne inducere nyretumorer hos rotter. Hard og Butler [21] undersøgte morfogenesen af ​​epiteliale neoplasmer induceret i rottenyrer af DMN. Rio-pelle og Jasmine (1969) klassificerede yderligere nyretumorer induceret af DMN. De navngav dem som dysplastiske epiteløer. Imidlertid afskaffede efterfølgende administration af ZnONP'er disse tumorer og undertrykte andre morfologiske læsioner. Forbedring af antioxidative enzymer kan have bidraget til morfologisk reparation i nyrerne.

De fleste af observationerne diskuteret ovenfor favoriserer det beskyttende/antioxidative/antikarcinogene potentiale af ZnONP'er. Nærværende rapport beskriver toksiciteten af ​​ZnONP'er. Et af de kritiske træk ved ZnONP'er er deres selektive toksicitet over for kræftceller i sammenligning med normale celler [39]. ZnONP'er udtrykker cytotoksicitet på grund af deres specifikke sammensætning og overfladeegenskaber. ZnONP'er er kemisk mere aktive, fører til spontan dannelse af ROS på deres overflade og forårsageroxidativt stress[60]. Dannelsen af ​​ROS bidrager til cellulær toksicitet og frigivelse af Zn plus ioner fra ZnONP'erne på grund af deres ustabilitet i det sure rum af lysosomer. Yu et al. [61] og Fukui et al. [15] konkluderede også, at ZnONP-toksicitet opstår fra Zn² plus ioner frigivet fra ZnONP'er in vitro og in vivo. Wiseman et al. (2006, 2007 afslørede, at overskydende fri Zn2 plus (opløst fra ZnONP'er) resulterede i udtømning af sulfhydrylgrupper i metallothionein og reduktion af mitokondriel funktion, hvilket førte til apoptotisk eller nekrotisk celledød. Det kan konkluderes, at ZnONP-toksicitet kan manifesteres gennem flere mekanismer oxidativt stress, hæmning af antioxidative enzymer, mitokondriel dysfunktion og apoptose Interessant nok er typen af ​​cellesystem behandlet med ZnONP'er, styrken af ​​oxidativ stress og det eksisterende intercellulære/intracellulære miljø vigtige faktorer, der vil bestemme ZnONP'er toksicitet.

Konklusion

Som konklusion tyder den nuværende undersøgelse på, at ZnONP'er har den potentielle terapeutiske effekt til at fjerne ROS, inducere GSH- og GSH-afhængige enzymer, stimulere metallothioneinsyntese og reducere oxidativ DNA-skade. Disse mekanismer, der er indbyrdes afhængige, skaber et beskyttende miljø mod DMN-induceret nyrecelletoksicitet. Ikke desto mindre blev ZnONP'er fundet at være moderat toksiske over fornyrer. Dosisregimen skal betragtes som en vigtig faktor i dets beskyttende virkning.

Forkortelser

DMN: Dimethylnitrosamin

ZnONPs: Zinkoxidnanopartikler

NEDA: N-(1-naphthyl)ethylendiamin-dihydrochlorid

IP: Intraperitonealt

Zn-MT: Zinkmetallothionein

H2O2: Brintoverilte

NEJ: Nitrogenoxid

MDA: Malondialdehyd

GSH: Reduceret glutathion

ROS: Reaktive oxygenarter

CDNB: 1-Chlor-2,4-dinitrobenzen

8-OHdG: 8-Hydroxy-2'-deoxyguanosin

AD: Adenocarcinom

CO: Cortex

ND: Nuklear degeneration

BR: Børstekant

ED: Epitelskade/degeneration

GL: Glomerulus

MA: Mitotisk aktivitet

NPL: Neoplasma

NPR: Nuklear spredning

BC: Binucleated celler

EP: Epitelforing

PCT: Proksimal indviklet tubuli

GL: Glomeruli

TEM: Transmissionselektronmikroskop

SEM: Scanning elektronmikroskop

XRD: Røntgendiffraktion

JSPDS: Den fælles komité for pulverdiffraktionsstandarder

EDAX: Energidispersiv røntgen

Referencer

1. Aniya, Y., & Anders, MW (1985). Ændring af hepatiske glutathion S-transferaser og frigivet til serum efter behandling med brombenzen, carbontetrachlorid eller N-nitrosodimethylamin. Biochemical Pharmacology, 34, 4239-4244.2. ATSDR, (1989). Toksikologiske profiler for N-nitrosomethylamin. Agenturet for giftige stoffer og sygdomsregister. Atlanta, GA: US Department of Health and Human Services, Public Health Service. CAS: 62–75 (9).
3. Bansal, AK, Bansal, M., Soni, G., & Bhatnagar, D. (2005). Modulering af N-nitrosodiethylamin (NDEA) inducerede oxidativt stress af vitamin E i rotteerythrocytter. Human and Experimental Toxicology, 24, 297-302.
4. Bennett, WM (1996). Mekanismer for akut og kronisk nefrotoksicitet fra immunsuppressive lægemidler. Nyresvigt, 18, 453-460.
5. Bishop, LM, Fody, PE & Schoe, HL (2005). Klinisk kemi. Principper, procedurer, sammenhænge. 5. udg. Lippincott Williams & Wilkins, Philadelphia, s. 730. ISBN 0781746116.
6. Cortas, NK, & Wakid, NW (1990). Bestemmelse af uorganisk nitrat i serum- og urinprøver ved en kinetisk cadmiumreduktionsmetode. Clinical Chemistry, 36, 1440-1443.
7. Dawei, AI, Zhisheng, W., & Angu, Z. (2009). Beskyttende virkninger af nano-ZnO på tarmepitelceller fra primærkulturmus i in vitro mod oxidativ skade. International Journal of Nanotechnology, 3, 1–6.
8. Dhawan, DK, & Chadha, VD (2010). Zink: Et lovende middel til kemoforebyggelse i kosten af ​​kræft. Indian Journal of Medical Research, 132, 676–682.
9. Durnam, DM, & Palmiter, RD (1981). Transkriptionel regulering af metallothionein-I-genet af tungmetaller. Journal of Biological Chemistry, 256, 5712–5716.
10. Ellman, GL (1959). Vævssulfhydrylgrupper. Archives of Biochemistry and Biophysics, 82, 70–77.
11. Fazilati, M. (2013). Undersøgelse af toksicitetsegenskaber af zinkoxidnanopartikler på leverenzymer hos hanrotter. European Journal of Experimental Biology, 3, 97-103.
12. Feaster, JP, Van Middelem, CH, & Davis, GK (1972). Zink DDT indbyrdes sammenhæng i vækst og reproduktion hos rotter. Journal of Nutrition, 102, 523-528.
13. Frei, E., Kuchenmeister, F., Gliniorz, R., Breuer, A., & Schmezer, P. (2001). N-nitrosodimethylamin aktiveres i mikrosomer fra hepatocytter til reaktive metabolitter, som beskadiger DNA fra ikke-parenkymale celler i rottelever. Toksikologibreve, 123, 227–234.
14. Fukawa, A., Kabayashi, O., Yamaguchi, M., Uchida, M., & Hosono, A. (2017). Bovin mælkeafledt -lactalbumin forhindrer hepatisk fibrose induceret af dimethylnitrosamin via nitrogenoxid-vejen hos rotter. Biovidenskab, bioteknologi og biokemi, 81, 1941-1947.
15. Fukui, H., Horie, M., Endoh, S., Kato, H., Fujita, K., Nishio, K., Komaba, LK, Maru, J., Miyauhi, A., Nakamura, A. , Kinugasa, S., Yoshida, Y., Hagihara, Y., & Iwahashi, H. (2012). Sammenslutning af zinkionfrigivelse og oxidativ stress induceret af intratracheal instillation af ZnO nanopartikler til rottelunge. Chemico Biological Interactions, 198, 29-37.

16. Garg, Q., & Hart, BA (1997). Virkning af thioler på den cadmium-inducerede ekspression på metallothionein og andre oxidant stress gener i rotte lunger epitelceller. Toxicology, 119, 179-191.
17. Gopalan, P., Jensen, DE, & Lotlikar, PD (1992). Glutathionkonjugation af mikrosommedieret og syntetisk aflatoksin B1-8, 9-oxid ved oprensede glutathion S-transferaser fra rotter. Kræftbreve, 64, 225-233.
18. Guengerich, FP, Johnson, WW, Ueng, YF, Yamazaki, H., & Shimada, T. (1996). Inddragelse af cytochrom P450, glutathion S-transferase og epoxidhydrolase i metabolismen af ​​aflatoksin B1 og relevans for risikoen for leverkræft hos mennesker. Environmental Health Perspectives, 104, 557-562.
19. Habig, WH, Pabst, MJ, & Jakoby, WB (1974). Glutathion S-transferaser. Det første enzymatiske trin i dannelsen af ​​mercapturinsyre. Journal of Biological Chemistry, 249, 7130-7139.
20. Hamza, RZ, Ismail, HA, & El-Shenawy, NS (2017). Oxidativ stress, histopatologiske og elektronmikroskopiske ændringer induceret af dimethylnitrosamin i nyrehanmus og den beskyttende virkning af -liponsyre. Journal of Basic & Clinical Physiology & Pharmacology, 28, 149–158.
21. Hard, GC, & Butler, WH (1971). Morfogenese af epiteliale neoplasmer induceret i rottenyren af ​​dimethylnitrosamin. Cancer Research, 31, 1496-1505.
22. Hulla, JE, Sahu, SC, & Hayes, AW (2015). Nanoteknologi: Historie og fremtid. Human and Experimental Toxicology, 24, 1318-1321.
23. Jing, L., Li, L., Zhao, J., Zhao, J., Sun, Z., & Perg, S. (2015). Zink-induceret metallothionein-overekspression forhindrer doxorubicin-toksicitet i kardiomyocytter ved at regulere peroxiredoxinerne. Xenobiotica, 1, 1-11.
24. Jordan, RA, & Schenkman, JB (1982). Forholdet mellem malondialdehydproduktion og arachidonatforbrug under NADPH-understøttet mikrosomal lipidperoxidation. Biochemical Pharmacology, 31, 1393-1400.
25. Knecht, M. (1966). Om lokalisering af mikrosomal N-demethylase i rottens organer. Naturessenschaften, 53, 85.
26. Li, CH, Shen, CC, Cheng, YW, et al. (2012). Organbiofordeling, clearance og genotoksicitet af oralt administrerede zinkoxidnanopartikler i mus. Nanotoxicology, 6, 746-756.
27. Lowry, OH, Rosenbrough, NJ, Forr, AL, & Randall, RJ (1951). Proteinmåling med Follin-phenol-reagenset. Journal of Biological Chemistry, 193, 265-275.
28. Lukivskaya, O., Lis, R., Zwierz, K., & Buko, V. (2004). Virkning af nitrogenoxiddonor og nitrogenoxidsyntasehæmmer på leveren hos rotter med kronisk hepatitis induceret af dimethylnitrosamin. Polish Journal of Pharmacology, 56, 599-604.
29. Magee, PN, & Barnes, JM (1962). Induktion af nyretumorer hos rotte med dimethylnitrosamin (n-nitrosodimethylamin). Tidsskrift for patologi og bakteriologi, 84, 19–31.
30. Maret, W. (2000). Funktionen af ​​zinkmetallothionein: En forbindelse mellem cellulær zink og redoxtilstand. Journal of Nutrition, 130, 1455–1458.
31. Maret, W., Larsen, KS, & Vallee, BL (1997). Koordinationsdynamik af biologiske zink-"klynger" i metallothioneiner og i det DNA-bindende domæne af transkriptionsfaktoren Gal4. Proceedings of National Academy of Sciences USA, 94, 2233-2237.
32. Mittal, G., Brar, AP, & Soni, G. (2006). Indvirkning af hyperkolesterolæmi på toksiciteten af ​​N-nitrosodiethylamin: Biokemiske og histopatologiske virkninger. Farmakologiske rapporter, 58, 413-419.
33. Mo, R., Jiang, T., & Gu, Z. (2014). Nylige fremskridt inden for multidrug levering til cancerceller af liposomer. Nanomedicine, 9, 1117-1120.
34. Nagajyothi, PC, Chan, SJ, Yang, IJ, Sreekanth, TV, Kim, KJ, & Shin, HM (2015). Antioxidante og antiinflammatoriske aktiviteter af zinkoxidnanopartikler syntetiseret ved hjælp af Polygala tenuifolia rodekstrakt. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology, 146, 10–17.
35. Noori, A., Karimi, F., Fatahian, S., & Yazdani, F. (2014). Effekt af zinkoxidnanopartikler på nyrefunktionen hos mus. International Journal of Biosciences, 5, 140–146.
36. Onosaka, S., Tanaka, K., Doi, M., & Okahara, KA (1978). Forenklet procedure til bestemmelse af metallothionein i dyrevæv. Eisei Kagaku, 24, 128-133.
37. Paglia, DP, & Valentine, VM (1967). Undersøgelser af den kvantitative og kvalitative karakterisering af erythrocyt glutathionperoxidase. Journal of Laboratory and Clinical Medicine, 70, 158-169.
38. Pradeep, K., Mohan, CV, Gopichand, K., & Karthikeyan, S. (2007). Effekt af Cassia fistel Linn. Bladekstrakt på diethylnitrosamin inducerede leverskade hos rotter. Kemi og biologi, 167, 12-13.
39. Premanathan, M., Karthikeyan, K., Jeyasubramanian, K., & Manivannan, G. (2011). Den selektive toksicitet af ZnO nanopartikler over for Gram-positive bakterier og kræftceller ved apoptose gennem lipidperoxidation. Nanomedicin, 7, 184-192.
40. Rana, SVS, & Kumar, A. (2000). Metallothionein induceret af cadmium eller zink hæmmer lipidperoxidation hos rotter udsat for dimethylnitrosamin. Archives of Industrial Hygiene and Toxicology, 51, 279-286.
41. Rana, SVS, & Tayal, MK (1981). Påvirkning af zink, vitamin b12 og glutathion på leveren hos rotter, der er udsat for kultetrachlorid. Industriel sundhed, 19, 65-69.
42. Rana, SVS, & Kumar, A. (2001). Effekt af cadmium og zink metallothionein på methæmoglobin og nitrogenoxid i dimethylnitrosamin behandlede rotter. Indian Journal of Experimental Biology, 39, 487–489.
43. Rani, V., Verma, Y., Rana, K., & Rana, SVS (2018). Zinkoxidnanopartikler hæmmer dimethylnitrosamin-induceret leverskade hos rotter. Chemico Biological Interactions, 295, 84-92.
44. Rasmussen, JW, Martinez, E., Louka, P., & Wingett, DG (2010). Zinkoxid-nanopartikler til selektiv ødelæggelse af tumorceller og potentiale for lægemiddelleveringsapplikationer. Ekspertudtalelse om lægemiddellevering, 7, 1063-1077.
45. Riopelle, JL, & Jasmin, G. (1969). Art, klassificering og nomenklatur af nyretumorer induceret i rotter af dimethylnitrosamin. Journal of National Cancer Institute, 42, 643-662.
46. ​​Sharma, V., Anderson, D., & Dhawan, A. (2012). Zinkoxidnanopartikler inducerer oxidativ DNA-skade og ROS-udløst mitokondrier-medieret apoptose i humane leverceller (HepG2). Apoptosis, 17, 852-870.
47. Shen, C., James, SA, de Jonge, MD, Turney, TW, Wright, PF, & Feltis, BN (2013). Relateret cytotoksicitet, zinkioner og reaktivt oxygen i ZnO nanopartikel-eksponerede humane immunceller. Toksikologiske Videnskaber, 136, 120-130.
48. Sheweita, SA, & Tilmisany, AK (2003). Kræft og fase II stofmetaboliserende enzymer. Current Drug Metabolism, 4, 45-58.
49. Sheweita, SA, Mousa, N., & Al-Masry, HM (2008). N-Nitrosodimethylamin ændrer udtrykket af glutathion S-transferase i leveren hos hanmus: Antioxidanters rolle. Journal of Biochemical and Molecular Toxicology, 22, 389-395.
50. Soheili, S., Moradhaseli, S., Shokouhian, A., & Ghorbani, M. (2013). Histopatologiske virkninger af ZnO nanopartikler på lever- og hjertevæv hos Wistar-rotter. Advances in Bioresearch, 4, 83–88.
51. Taccola, L., Rafa, V., Riggio, C., Vittorio, O., Iorio, MC, Vanacore, R., Pietrabissa, A., & Cuschieri, A. (2011). Zinkoxidnanopartikler som selektive dræbere af prolifererende celler. International Journal of Nano Medicine, 6, 1129-1140.
52. Thurman, RG, Ley, HG, & Scholz, R. (1972). Hepatisk mikrosomal ethanoloxidation. Hydrogenperoxiddannelse og katalases rolle. European Journal of Biochemistry, 25, 420-430.
53. Toro, G., & Ackermann, P. (1975). Praktisk klinisk kemi, første udg. Little, Brown and Company, Bos ton., s.154.