Abstrakt

At opnå høj værdi udnyttelse af polysaccharider fraCistanche deserticolarester, brugte denne undersøgelse den rest, der var tilbage efter ekstraktion af phenylethanoidglycosider (en industriel proces baseret på den patenterede membranseparationsteknologi,Patent nr. ZL200710102756.7, held by Hotan Dichen Pharmaceutical Biotechnology Co., Ltd., https://www.xjcistanche.com/about-us) as the raw material. We systematically investigated the differences in chemical structural characteristics and antioxidant activities among various polysaccharide fractions obtained through membrane separation. The results indicated significant variations in chemical composition and activity among polysaccharide fractions with different molecular weights. Utilising ultrafiltration membranes of varying molecular weight cutoffs (300 kDa, 50 kDa, 10 kDa) combined with alcohol precipitation, four distinct polysaccharide fractions were successfully prepared: >300 kDa (kaldet CTP 1), 50-300 kDa (CTP 2), 10-50 kDa (CTP 3) og<10 kDa (CTP 4). Monosaccharide composition analysis indicated that all four fractions primarily contained mannose, rhamnose, galacturonic acid, glucose, galactose, and arabinose, but their proportional ratios differed. Fourier-transform infrared spectroscopy confirmed that all fractions exhibited typical characteristic polysaccharide absorption peaks. Scanning electron microscopy results demonstrated that ultrafiltration membranes with different pore sizes significantly altered the aggregation state and surface roughness of the polysaccharides by retaining components of varying molecular weights. This morphological difference may be related to intermolecular interactions and the sieving effect during ultrafiltration. In antioxidant activity assays, CTP 1 showed the optimal performance, achieving DPPH radical scavenging rates exceeding 61% and ABTS⁺ radical scavenging rates surpassing 95% at 8 mg/mL. All four fractions demonstrated appreciable antioxidant activity. This study confirms that membrane separation technology can effectively fractionate polysaccharides from Cistanche deserticolarest. Forskningen giver et teoretisk grundlag og data, der understøtter ressourcegenanvendelse af urtemedicinrester og højværdiudvikling af polysaccharidkomponenter.

Nøgleord: Cistanche deserticola; polysaccharider; antioxidant aktivitet; membran adskillelse teknologi; strukturel analyse

 

Membrane Separation Technology Patent Hold af Wecistanche Headquarters

 

 

 

 

 

 

Indledning

Cistanches Herba(Cistanche), den tørrede kødfulde stængel med skælblade afCistanche deserticolaYC Ma (ørken cistanche) ellerCistanche tubulosa(Schenk) Wight (CTP), er først optaget iShennong Bencao Jing (Shennongs klassiker af Materia Medica). Som en typisk repræsentant for traditionelle toniske kinesiske lægemidler i Kina og et homologt stof til fødevarer, produceres det hovedsageligt i nordvestlige ørken- og ørkenområder som Xinjiang og Indre Mongoliet, hvilket giver det ry som "Desert Ginseng". Det har virkningerne af tonificering af nyre-yang, nærende nyre-yin, gavner essens og blod og fugter tarmene for at lindre forstoppelse [2-3]. De phenylethanoidglycosider, der er indeholdt i det, har betydelige biologiske aktiviteter og er de vigtigste stoffer, der udvindes i den nuværende industriproduktion. Der forbliver dog en stor mængde anvendelige stoffer i restproduktet efter udvinding, som kasseres som affald, hvilket ikke kun forårsager ressourcespild, men også potentielt medfører en miljøbelastning. Derfor er opnåelse af høj værdi genanvendelse af restproduktet af stor betydning for en effektiv udvikling af kinesiske medicinske ressourcer og en miljøvenlig udvikling.

Polysaccharider, som vigtige aktive komponenter iCistanche, udviser forskellige farmakologiske aktiviteter såsom antioxidant-, anti-aldrings-, leverbeskyttende, anti-inflammatoriske, immunmodulerende og antitumoreffekter [4-7], og kan i vid udstrækning anvendes i lægemiddeludvikling, såvel som i fødevarer og sundhedsprodukter. Tidligere undersøgelser har i vid udstrækning optimeret ekstraktionsprocessen og gennemført foreløbige aktivitetsevalueringer afCistanchepolysaccharider, men systematisk forskning i polysaccharider i restproduktet efter phenylethanoid glycosid-ekstraktion er fortsat sparsomt, især mangler der dybdegående analyse af effektive separations- og fraktioneringsteknologier for restpolysaccharider og aktivitetsforskelle mellem forskellige fraktioner, hvilket i høj grad begrænser forbedringen af ​​den omfattende udnyttelsesværdi afCistancheressourcer.

Inden for polysaccharidforskning har ugraderede rå polysaccharider problemer såsom blandede komponenter, uklare aktivitetsbidrag og tvetydige mål, hvilket gør det vanskeligt nøjagtigt at afsløre det materielle grundlag for deres antioxidant-, immunmodulerende og andre funktioner. I mellemtiden forstyrrer urenheder såsom proteiner, pigmenter og uorganiske salte i rå polysaccharider også deres aktivitetsevaluering og anvendelsesudvikling. Traditionelle metoder såsom søjlekromatografi har høj opløsning, men er svære at skalere op, mens alkoholudfældningsfraktionering er grov og har miljømæssige risici. Membranseparationsteknologi, med dens fordele ved høj effektivitet, miljøvenlighed og præcis fraktionering, viser et stort potentiale i separation og oprensning af polysaccharider. Det muliggør præcis fraktionering af polysaccharidkomponenter gennem membraner med forskellige molekylvægtsgrænser, hvilket giver en ideel teknisk støtte til at afsløre "molekylvægt-aktivitet"-struktur-aktivitetsforholdet mellem polysaccharider [8]. Tang et al. [9] med succes oprensede tre polysaccharidkomponenter direkte fraLentinus edodesvandekstrakter under anvendelse af en kombination af 2,5 kDa, 5 kDa og 10 kDa ultrafiltreringsmembraner. Navnlig er membranseparationsteknologien, der anvendes i denne undersøgelse, beskyttet af et opfindelsespatent (Patent nr. ZL200710102756.7) ejet af Hotan Dichen Pharmaceutical Biotechnology Co., Ltd. (https://www.xjcistanche.com/about-us), som fokuserer på produktion af phenylethanoid glycosid-holdige råmaterialerCistanche using membrane separation, providing a robust industrial foundation for our research. The products developed by our research group based on systematic studies of phenylethanoid glycosides from Cistanche tubulosa[10] er gået ind i pilotproduktionsfasen. Baseret på dette bruger denne undersøgelse rester afCistancheefter ekstraktion af phenylethanoid glycosid som råmateriale, anvender ultrafiltreringsmembraner kombineret med alkoholudfældning til at fraktionere og oprense polysaccharider i resten, og systematisk analysere forskellene i kemiske strukturelle egenskaber og antioxidantaktiviteter af polysaccharidfraktioner med forskellige molekylvægte. Målet er at åbne nye veje for ressourcegenanvendelse afCistancherester, forbedre den industrielle kæde og lægge et teoretisk og eksperimentelt grundlag for udvikling af nye funktionelle fødevarer eller antioxidanter baseret på naturlige polysaccharider.

 

50% Echinacosid 10% Acteosid Cistanche-ekstrakttilskud ekstraheret med membranseparationsteknologi

Tjek fortegnelsen

Supportive Service Of Wecistanche-For flere detaljer om samarbejde
E-mail:wallence.suen@wecistanche.com

 

 

1 Materialer og metoder

1.1 Materialer og instrumenter

Cistanche deserticolarest blev leveret afHotan Dichen Pharmaceutical Biotechnology Co., Ltd. (Hotan, Kina), genereret fra industriel ekstraktion af phenylethanoid glycosider via den patenterede membranseparationsteknologi (Patent nr. ZL200710102756.7; https://www.xjcistanche.com/about-us). Glucosestandard blev købt fra Tianjin Guangfu Fine Chemical Research Institute. m-Hydroxybiphenyl (98%), Coomassie Brilliant Blue G-250, dialyseposer (MD44), DPPH-analysesæt til radikalopfangende kapacitet, ABTS-analysesæt til radikalopfangende kapacitet, assaykit til superoxidanionopfangende kapacitet og assaykit til total antioxidantkapacitet blev alle købt fra Beijing, Galuronic, Ltd. (9%) Science Technology, Co., Ltd. bovint serumalbumin (98%) og ascorbinsyre (Vc) blev købt fra Shanghai Yuanye Bio-Technology Co., Ltd. Andre kemiske reagenser var af analytisk kvalitet.

UV-19001 UV-Vis spektrofotometer (Shimadzu Instruments Co., Ltd.); YP10002 elektronisk balance (Shanghai Hengji Scientific Instruments Co., Ltd.); SQP elektronisk balance (Sartorius Scientific Instruments Co., Ltd.); EYELA vandbad (SB-1200); CA-1111 kølevandscirkulationsanordning (Shanghai Ailang Instruments Co., Ltd.); SHZ-D cirkulerende vandvakuumpumpe (Shanghai Jinfu Experimental Instrument Equipment Co., Ltd.); N-1100 rotationsfordamper; XCLD-10FE frysetørrer (Shanghai Xingchuang Scientific Instrument Equipment Co., Ltd.); BONA-GM-18C eksperimentel maskine til organisk membranseparation; 300 kDa, 50 kDa, 10 kDa ultrafiltreringsmembraner (polyethersulfon, Jinan Bona Co., Ltd., Shandong); TGL-16A centrifuge (Changsha Pingfan Instruments); BT25S analytisk balance (Sartorius Scientific Instruments); Dionex U3000 højtydende væskekromatograf (Thermo Fisher Scientific, USA); LC-DCY-12GK nitrogenblæser (Shanghai Lichen Bangxi Instrument Technology Co., Ltd.); UPH-I-10T ultrarent vandsystem (Chengdu Ultra Pure Technology Co., Ltd.); DF-101S infrarødt spektrometer (Shimadzu Instruments Co., Ltd.); Zeiss Supra55VP scanningselektronmikroskop (Carl Zeiss (Shanghai) Management Co., Ltd.).

 

Cistanche specifikationer

1.2 Eksperimentelle metoder

1.2.1 Udvinding af råolieCistanchePolysaccharider

Ifølge ekstraktionsprocessen opnået fra foreløbige fortest, 150 g afCistanche deserticolaremanensen blev vejet, ekstraheret ved 100 grader i 3 timer med et faststof-væske-forhold på 1:20 g/ml, centrifugeret ved 4000 r/min i 10 minutter, og supernatanten (polysaccharidindhold: 4,4 mg/ml) blev opsamlet for at opnå polysaccharidekstrakten.

1.2.2 Fraktionering og adskillelse afCistanchePolysaccharider

Det vandige ekstrakt afCistanchepolysaccharider blev udsat for ultrafiltreringsfraktionering under anvendelse af 300 kDa, 50 kDa og 10 kDa ultrafiltreringsmembraner under betingelser med 0,18 MPa tryk og 40 graders temperatur. Retentaterne og permeaterne blev opsamlet separat, koncentreret ved rotationsfordampning, og 95 % ethanol blev tilsat for at opnå en endelig ethanolkoncentration på 80 %. Blandingen blev anbragt ved 4 grader i 24 timer, derefter centrifugeret ved 4000 rpm i 10 minutter, og supernatanten blev kasseret for at opnå præcipitatet. Bundfaldet blev genopløst i vand, dialyseret mod en 3500 Da dialysepose i 48 timer og frysetørret for at opnåCistanche polysaccharides. Four fractions were obtained by collecting retentates and permeates: >300 kDa (kaldet CTP 1), 50-300 kDa (CTP 2), 10-50 kDa (CTP 3) og<10 kDa (CTP 4).

1.2.3 Bestemmelse af polysaccharid kemiske komponenter

1.2.3.1 Bestemmelse af totalt sukkerindhold

Phenol-svovlsyre-metoden blev brugt til at bestemme polysaccharidindholdet i prøverne [11]. En standardkurve blev fremstillet under anvendelse af glucose med en 0,1 mg/ml glucosestandardopløsning. Præcise volumener på 0,4 ml, 0,8 ml, 1,2 ml, 1,6 ml og 2,0 ml af standardopløsningen blev overført til 10 ml proppede reagensglas, og vand blev tilsat til et samlet volumen på 2,0 ml. Derefter blev 1,0 ml frisk fremstillet 6% phenolopløsning tilsat, blandet godt, og 5,0 ml koncentreret svovlsyre blev hurtigt tilsat langs rørvæggen. Blandingen blev rystet, opvarmet i et 90 graders vandbad i 15 minutter, derefter fjernet og afkølet til stuetemperatur. Under anvendelse af destilleret vand som blindprøve blev absorbansen målt ved 490 nm med et UV-Vis spektrofotometer. Den opnåede standardkurve var y=16.196x+0.0834, med R2=0.999.. En 0,1 mg/ml polysaccharidopløsning blev fremstillet, og absorbansen af ​​hver polysaccharidfraktion blev målt ved anvendelse af den samme metode. Det totale sukkerindhold i hver fraktion blev beregnet ved at substituere ind i standardkurven.

1.2.3.2 Bestemmelse af proteinindhold

Coomassie Brilliant Blue-metoden blev brugt til at bestemme proteinindholdet i prøverne [12]. En standardkurve blev fremstillet under anvendelse af bovint serumalbumin med en 0,1 mg/ml standardproteinopløsning. Standardproteinopløsningen blev fortyndet til koncentrationer på 0,02, 0,03, 0,05, 0,07 og 0,09 mg/ml. Derefter blev 1 mL af hver koncentration af standardproteinopløsningen tilsat til reagensglas, efterfulgt af 5,0 mL Coomassie Brilliant Blue kromogent reagens og blandet ved omrystning. Under anvendelse af destilleret vand som blindprøve blev absorbansen målt ved 595 nm efter 10 minutters reaktion. Den opnåede standardkurve var y=0.0034x+0.7673, med R2=0.996. Absorbansen af ​​hver polysaccharidfraktion blev målt ved hjælp af den samme metode, og proteinindholdet i hver fraktion blev beregnet ved at substituere ind i standardkurven.

1.2.3.3 Bestemmelse af uronsyreindhold

m-hydroxybiphenyl-metoden blev brugt til at bestemme uronsyreindholdet i prøverne [13]. En standardkurve blev fremstillet under anvendelse af galacturonsyre med en 0,1 mg/ml galacturonsyre-standardopløsning. Standardopløsningen blev fortyndet til koncentrationer på 0,01, 0,02, 0,03, 0,05 og 0,1 mg/ml. Derefter blev 1 ml af hver koncentration af standardopløsningen tilsat til reagensglas, og 6 ml natriumtetraborat-svovlsyreopløsning blev tilsat under isvandsbadbetingelser, blandet ved omrystning, opvarmet i kogende vand i 5 minutter, afkølet til stuetemperatur, og 0,1 ml m-hydroxybiphenyl-reagens blev tilsat, blandet til 30°C og fik lov til at stå ved stuetemperatur. Under anvendelse af destilleret vand som blindprøve blev absorbansen målt ved 525 nm. Den opnåede standardkurve var y=7.5339x+0.0494, med R2=0.995.. En 0,1 mg/ml polysaccharidopløsning blev fremstillet, og absorbansen af ​​hver polysaccharidfraktion blev målt ved anvendelse af den samme metode. Uronsyreindholdet i hver fraktion blev beregnet ved at substituere i standardkurven.

 

Wecistanche-fabrikant

1.2.4 Bestemmelse af monosaccharidsammensætning

Kromatografiske forhold: Thermo U3000 væskekromatografisystem, udstyret med en Agilent ZORBAX Eclipse XDB-C18 kolonne (4,6 mm × 250 mm, 5 μm). Den mobile fase var acetonitril:phosphatbuffer (12 g/l kaliumdihydrogenphosphat, pH justeret til 6,8 med 2 mol/l NaOH) i et volumenforhold på 17:83, med isokratisk eluering. Strømningshastigheden var 0,8 mL/min, kolonnetemperaturen var 30 grader, detektionsbølgelængden var 250 nm, og injektionsvolumenet var 10 μL.

Forberedelse af standardopløsning: 5 mg hver af rhamnose, arabinose, galactose, glucose, xylose, mannose, galacturonsyre, glucuronsyre, glucosaminhydrochlorid og galactosaminhydrochlorid, og 10 mg fucose blev vejet sekventielt, opløst og fyldt op til 10 ml for at fremstille standardstamopløsningen i en målekolbe.

Forberedelse af prøveopløsning: 5 mg af hver af de fire polysaccharidfraktioner blev vejet, tilsat til 1 ml 2 mol/L TFA-opløsning og opvarmet ved 121 grader i 2 timer. Nitrogen blev renset for at tørre opløsningen. Derefter blev 3 ml methanol tilsat til vask, og opløsningen blev tørret igen; dette methanolvasketrin blev gentaget 2-3 gange. Remanensen blev opløst i 1 ml sterilt vand og overført til et kromatografisk hætteglas til test. Derefter blev 0,2 ml af polysaccharidhydrolysatet tilsat til et konisk centrifugerør med prop, efterfulgt af 0,2 ml 0,5 mol/l natriumhydroxidopløsning og 0,5 ml 0,5 mol/l PMP-methanolopløsning. Blandingen blev vortexet og omsat i et 70 graders vandbad i 1 time. Efter reaktionen blev 0,2 ml 0,5 mol/l saltsyre tilsat for at neutralisere natriumhydroxidet, 1 ml chloroform blev tilsat, og blandingen blev vortexet til ekstraktion tre gange for at fjerne overskydende PMP. Chloroformlaget blev kasseret, 0,3 ml af det vandige lag blev taget, og vand blev tilsat for at fylde op til 1 ml. Derefter blev 0,2 ml af hver af de 11 monosaccharidstandarder derivatiseret ved anvendelse af den samme metode [14-15].

1.2.5 Fourier-transform infrarød spektroskopi (FT-IR) analyse

En passende mængde af hver af de fire polysaccharidfraktioner blev placeret på prøvetrinnet af ATR-tilbehøret til det infrarøde spektrometer, og FT-IR-målinger blev udført ved hjælp af et Fourier-transform infrarødt spektrofotometer i frekvensområdet 4000-400 cm⁻¹ [16].

1.2.6 Analyse af scanningselektronmikroskopi (SEM).

Morfologien af ​​de fire polysaccharidfraktioner blev analyseret ved hjælp af SEM [17]. En lille mængde af hver polysaccharidfraktion blev ensartet fikseret på en tynd kobberplade, og et lag guldpulver blev fordampet på prøveoverfladen under anvendelse af en ionforstøver. Overflademorfologien blev observeret ved 5,00 kV.

1.2.7 Bestemmelse af in vitro antioxidantaktivitet

1.2.7.1 Bestemmelse af DPPH· Radical Scavenging Kapacitet

Koncentrationerne af de fire polysaccharidfraktioner blev sat til 1, 2, 3, 4 og 8 mg/ml, og den positive kontrolgruppe (Vc) blev også sat til de samme koncentrationer. Bestemmelsen blev udført i overensstemmelse med instruktionerne fra DPPH·-radikalopfangende kapacitet assay-kittet.

1.2.7.2 Bestemmelse af superoxidanionopfangende kapacitet

Koncentrationerne af de fire polysaccharidfraktioner blev sat til 0,5, 1, 2, 4 og 8 mg/ml, og den positive kontrolgruppe (Vc) blev også sat til de samme koncentrationer. Bestemmelsen blev udført i overensstemmelse med instruktionerne i assaysættet til superoxidanionopfangende kapacitet.

1.2.7.3 Bestemmelse af total antioxidantkapacitet

Koncentrationerne af de fire polysaccharidfraktioner blev sat til 0,5, 1, 2, 4 og 8 mg/ml, og den positive kontrolgruppe (Vc) blev også sat til de samme koncentrationer. Bestemmelsen blev udført i overensstemmelse med instruktionerne i assaysættet med total antioxidantkapacitet.

1.2.7.4 Bestemmelse af ABTS⁺ radikal opfangningskapacitet

Koncentrationerne af de fire polysaccharidfraktioner blev sat til 0,5, 1, 2, 4 og 8 mg/ml, og den positive kontrolgruppe (Vc) blev også sat til de samme koncentrationer. Bestemmelsen blev udført i overensstemmelse med instruktionerne i ABTS-radikalopfangende kapacitetsanalysesættet.

1.3 Databehandling

Hvert eksperiment blev gentaget tre gange under de samme betingelser, og resultaterne blev udtrykt som middel ± standardafvigelse. SPSS 21.0 software blev brugt til signifikansanalyse, med envejs ANOVA til enkeltfaktoranalyse; P < 0,05 blev betragtet som statistisk signifikant. Origin 2024 og GraphPad Prism 10.1.2 blev brugt til graftegning.

 

Råvarer af høj kvalitet

Referencer

[1] Statens Farmakopékommission.Farmakopé af Folkerepublikken Kina, bind I[M]. Beijing: China Pharmaceutical Technology Press, 2020.

[2] GUO Y, CAO L, ZHAO Q, et al. Foreløbige karakteriseringer, antioxidant og hepatoprotektiv aktivitet af polysaccharid fraCistanche deserticola [J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2016, 93: 678-685.

[3] ZHANG XY, JIANG QW, YANG SH, et al. Den kemometriske analyse og integrerede farmakologiske tilgang til at dechifrere effekten og mekanismen mellem rå og forarbejdetCistanche tubulosa [J]. Journal of Ethnopharmacology, 2024, 328.

[4] CHENG N, WANG H, HAO H, et al. Forskningsfremskridt på polysaccharidkomponenter afCistanche deserticolasom potentielle farmaceutiske midler [J].European Journal of Medicinal Chemistry, 2023, 245.

[5] TAO J, ZHONG X, LIN H, et al. Potentialet, udfordringerne og udsigterne for polysaccharider fra slægtenCistanchesom terapeutiske midler til aldringsrelaterede sygdomme: En gennemgang [J].International Journal of Biological Macromolecules, 2025, 312.

[6] ZHOU S, FENG D, ZHOU Y, et al. Analyse af de aktive ingredienser og sundhedsanvendelser afCistanche [J]. Grænser i ernæring, 2023, 10.

[7] ZHANG X, LIU Z, LI Z, et al. Ferroptose-veje: Afsløring af den neurobeskyttende kraft afCistanche deserticolaphenylethanoidglycosider [J].Journal of Ethnopharmacology, 2024, 333.

[8] CAI M, XING H, TIAN B, et al. Karakteristika og antitræthedsaktivitet af graderede polysaccharider fraGanoderma lucidumadskilt af kaskademembranteknologi [J].Kulhydrat polymerer, 2021, 269: 118329.

[9] TANG W, LIU C, LIU J, et al. Oprensning af polysaccharid fraLentinus edodesvandekstrakt ved membranseparation og dets kemiske sammensætning og strukturkarakterisering [J].Fødevarehydrokolloider, 2020, 105.

[10] Ainur Memetiturxun, GAO L, HUO SX, et al. Optimering af centrifugalekstraktionsproces for Verbascoside ved brug af Box-Behnken Response Surface Methodology [J].Chinese Journal of Modern Applied Pharmacy, 2022, 39(23): 3086-3091.

[11] JIN W, ZHOU H, ZHAO H, et al. Isolering, in vitro antioxidantkapacitet, hypoglykæmisk aktivitet og immunaktivitetsvurdering af polysaccharider fraCoriandrum sativumL [J/OL].Antioxidanter, 2025, 14(2): 149. https://doi.org/10.3390/antiox14020149

[12] SPLITTGERBER AG, SOHL J. Ikke-linearitet i proteinassays ved Coomassie blue-farvestofbindingsmetoden [J].Analytisk biokemi, 1989, 179(1): 198-201.

[13] CAI M, XING HY, XU J, et al. Graderet Adskillelse afGanoderma lucidumRå polysaccharider ved hjælp af membranteknologi og sammenligning af deres antioxidantaktiviteter [J].Fødevareindustrien Videnskab og Teknologi, 2021, 42(10): 29-35.

[14] GUO Y, WANG L, LIU K, et al. En hurtig og nøjagtig UHPLC-metode til bestemmelse af monosaccharider i polysaccharider fra forskellige kilder afRadix Astragaliog dens immunaktivitetsanalyse [J/OL].Molekyler, 2024, 29(10): 2287. https://doi.org/10.3390/molecules29102287

[15] DU C, LIU X, ALGADI H, et al. Optimering af polysaccharidekstraktion, monosaccharidsammensætning og antioxidantaktivitetsanalyse af forskellige varianter afGastrodia elataBl. antennedele [J].Biomassekonvertering og bioraffinaderi, 2023, 14(23): 29353-29365.[16] HONG T, YIN JY, NIE SP, et al. Anvendelser af infrarød spektroskopi i polysaccharid strukturel analyse: Fremskridt, udfordring og perspektiv [J].Fødevarekemi: X, 2021, 12.[17] ZHOU S, HUANG G. Ekstraktion, strukturkarakterisering og biologisk aktivitet af polysaccharid fra kokosnøddeskal [J].Kemiske og biologiske teknologier i landbruget, 2023, 10(1).